Para hacerlo efectivamentecontrolar los mosquitosPara reducir la incidencia de las enfermedades que transmiten, se necesitan alternativas estratégicas, sostenibles y respetuosas con el medio ambiente a los pesticidas químicos. Evaluamos harinas de semillas de ciertas brasicáceas (familia Brassica) como fuente de isotiocianatos de origen vegetal producidos por hidrólisis enzimática de glucosinolatos biológicamente inactivos para su uso en el control del Aedes egipcio (L., 1762). Harina de semillas desgrasadas cinco veces (Brassica juncea (L) Czern., 1859, Lepidium sativum L., 1753, Sinapis alba L., 1753, Thlaspi arvense L., 1753 y Thlaspi arvense – tres tipos principales de inactivación térmica y degradación enzimática Productos químicos Para determinar la toxicidad (CL50) del isotiocianato de alilo, isotiocianato de bencilo y 4-hidroxibencilisotiocianato para larvas de Aedes aegypti a una exposición de 24 horas = 0,04 g/120 ml dH2O). Valores de CL50 para mostaza, mostaza blanca y cola de caballo. La harina de semilla fue de 0,05, 0,08 y 0,05 respectivamente en comparación con el isotiocianato de alilo (CL50 = 19,35 ppm) y el 4.-hidroxibencilisotiocianato (CL50 = 55,41 ppm) fue más tóxico para las larvas a las 24 horas después del tratamiento que 0,1 g/120 ml de dH2O respectivamente. Estos resultados son consistentes con la producción de harina de semilla de alfalfa. La mayor eficiencia de los ésteres bencílicos corresponde a los valores de CL50 calculados. El uso de harina de semilla puede proporcionar un método eficaz de control de mosquitos. la efectividad del polvo de semilla crucífera y sus principales componentes químicos contra las larvas de mosquitos y muestra cómo los compuestos naturales en el polvo de semilla crucífera pueden servir como un prometedor larvicida respetuoso con el medio ambiente para el control de mosquitos.
Las enfermedades transmitidas por vectores causadas por el mosquito Aedes siguen siendo un importante problema de salud pública mundial. La incidencia de enfermedades transmitidas por mosquitos se propaga geográficamente1,2,3 y resurge, provocando brotes de enfermedades graves4,5,6,7. La propagación de enfermedades entre humanos y animales (p. ej., chikunguña, dengue, fiebre del Valle del Rift, fiebre amarilla y virus del Zika) no tiene precedentes. Tan solo el dengue pone en riesgo de infección a aproximadamente 3600 millones de personas en los trópicos, con un estimado de 390 millones de infecciones anuales, que resultan en entre 6100 y 24 300 muertes al año8. La reaparición y el brote del virus del Zika en Sudamérica han atraído la atención mundial debido al daño cerebral que causa en los niños nacidos de mujeres infectadas2. Kremer et al. 3 predicen que el área de distribución geográfica del mosquito Aedes continuará expandiéndose y que, para 2050, la mitad de la población mundial estará en riesgo de infección por arbovirus transmitidos por mosquitos.
Con la excepción de las vacunas recientemente desarrolladas contra el dengue y la fiebre amarilla, aún no se han desarrollado vacunas contra la mayoría de las enfermedades transmitidas por mosquitos9,10,11. Las vacunas aún están disponibles en cantidades limitadas y solo se utilizan en ensayos clínicos. El control de los mosquitos vectores mediante insecticidas sintéticos ha sido una estrategia clave para controlar la propagación de enfermedades transmitidas por mosquitos12,13. Si bien los pesticidas sintéticos son eficaces para eliminar mosquitos, su uso continuo afecta negativamente a organismos no objetivo y contamina el medio ambiente14,15,16. Aún más alarmante es la tendencia al aumento de la resistencia de los mosquitos a los insecticidas químicos17,18,19. Estos problemas asociados con los pesticidas han acelerado la búsqueda de alternativas eficaces y respetuosas con el medio ambiente para controlar los vectores de enfermedades.
Se han desarrollado diversas plantas como fuentes de fitopesticidas para el control de plagas20,21. Las sustancias vegetales son generalmente respetuosas con el medio ambiente porque son biodegradables y tienen una toxicidad baja o insignificante para organismos no objetivo como mamíferos, peces y anfibios20,22. Se sabe que las preparaciones herbales producen una variedad de compuestos bioactivos con diferentes mecanismos de acción para controlar eficazmente las diferentes etapas de vida de los mosquitos23,24,25,26. Los compuestos derivados de plantas como los aceites esenciales y otros ingredientes activos de plantas han ganado atención y allanado el camino para herramientas innovadoras para controlar los mosquitos vectores. Los aceites esenciales, monoterpenos y sesquiterpenos actúan como repelentes, disuasivos de alimentación y ovicidas27,28,29,30,31,32,33. Muchos aceites vegetales causan la muerte de larvas, pupas y adultos de mosquitos34,35,36, afectando los sistemas nervioso, respiratorio, endocrino y otros sistemas importantes de los insectos37.
Estudios recientes han proporcionado información sobre el uso potencial de las plantas de mostaza y sus semillas como fuente de compuestos bioactivos. La harina de semilla de mostaza se ha probado como biofumigante38,39,40,41 y se ha utilizado como enmienda del suelo para la supresión de malezas42,43,44 y el control de patógenos vegetales transmitidos por el suelo45,46,47,48,49,50, nutrición vegetal, nematodos 41,51, 52, 53, 54 y plagas 55, 56, 57, 58, 59, 60. La actividad fungicida de estos polvos de semillas se atribuye a compuestos protectores de las plantas llamados isotiocianatos38,42,60. En las plantas, estos compuestos protectores se almacenan en las células vegetales en forma de glucosinolatos no bioactivos. Sin embargo, cuando las plantas sufren daños por la alimentación de insectos o una infección por patógenos, la mirosinasa hidroliza los glucosinolatos en isotiocianatos bioactivos55,61. Los isotiocianatos son compuestos volátiles con una actividad antimicrobiana e insecticida de amplio espectro, y su estructura, actividad biológica y contenido varían considerablemente entre las especies de Brassicaceae42,59,62,63.
Aunque se sabe que los isotiocianatos derivados de la harina de semilla de mostaza tienen actividad insecticida, faltan datos sobre la actividad biológica contra vectores artrópodos de importancia médica. Nuestro estudio examinó la actividad larvicida de cuatro polvos de semillas desgrasadas contra mosquitos Aedes. Larvas de Aedes aegypti. El objetivo del estudio fue evaluar su uso potencial como biopesticidas ecológicos para el control de mosquitos. También se probaron tres componentes químicos principales de la harina de semilla, isotiocianato de alilo (AITC), isotiocianato de bencilo (BITC) y 4-hidroxibencilisotiocianato (4-HBITC), para evaluar la actividad biológica de estos componentes químicos en larvas de mosquitos. Este es el primer informe que evalúa la eficacia de cuatro polvos de semillas de col y sus principales componentes químicos contra larvas de mosquitos.
Las colonias de laboratorio de Aedes aegypti (cepa Rockefeller) se mantuvieron a 26 °C, 70 % de humedad relativa (HR) y 10:14 h (fotoperiodo L:D). Las hembras apareadas se alojaron en jaulas de plástico (altura 11 cm y diámetro 9,5 cm) y se alimentaron mediante un sistema de alimentación con biberón utilizando sangre bovina citratada (HemoStat Laboratories Inc., Dixon, CA, EE. UU.). La alimentación con sangre se realizó como de costumbre utilizando un alimentador de membrana multi-vidrio (Chemglass, Life Sciences LLC, Vineland, NJ, EE. UU.) conectado a un tubo de baño de agua circulante (HAAKE S7, Thermo-Scientific, Waltham, MA, EE. UU.) con control de temperatura de 37 °C. Extender una película de Parafilm M en el fondo de cada cámara de alimentación de vidrio (área 154 mm2). Luego, cada alimentador se colocó en la rejilla superior que cubría la jaula que contenía la hembra apareada. Aproximadamente 350–400 μl de sangre bovina se añadieron a un embudo de alimentación de vidrio utilizando una pipeta Pasteur (Fisherbrand, Fisher Scientific, Waltham, MA, EE. UU.) y los gusanos adultos se dejaron escurrir durante al menos una hora. A continuación, se administró a las hembras preñadas una solución de sacarosa al 10% y se les permitió poner huevos en papel de filtro húmedo forrado en vasos individuales ultratransparentes para suflé (tamaño de 1,25 onzas líquidas, Dart Container Corp., Mason, MI, EE. UU.). jaula con agua. Coloque el papel de filtro que contiene los huevos en una bolsa sellada (SC Johnsons, Racine, WI) y almacene a 26 °C. Los huevos eclosionaron y aproximadamente 200–250 larvas se criaron en bandejas de plástico que contenían una mezcla de pienso para conejos (ZuPreem, Premium Natural Products, Inc., Mission, KS, EE. UU.) y polvo de hígado (MP Biomedicals, LLC, Solon, OH, EE. UU.). y filete de pescado (TetraMin, Tetra GMPH, Meer, Alemania) en una proporción de 2:1:1. En nuestros bioensayos se utilizaron larvas de tercer estadio avanzado.
El material de semilla vegetal utilizado en este estudio se obtuvo de las siguientes fuentes comerciales y gubernamentales: Brassica juncea (mostaza marrón-Pacific Gold) y Brassica juncea (mostaza blanca-Ida Gold) de la Cooperativa de Agricultores del Noroeste del Pacífico, estado de Washington, EE. UU.; (berro de jardín) de Kelly Seed and Hardware Co., Peoria, IL, EE. UU. y Thlaspi arvense (carrascal de campo-Elisabeth) de USDA-ARS, Peoria, IL, EE. UU. Ninguna de las semillas utilizadas en el estudio fue tratada con pesticidas. Todo el material de semilla se procesó y utilizó en este estudio de acuerdo con las regulaciones locales y nacionales, y en cumplimiento con todas las regulaciones locales, estatales y nacionales pertinentes. Este estudio no examinó variedades de plantas transgénicas.
Semillas de Brassica juncea (PG), alfalfa (Ls), mostaza blanca (IG) y Thlaspi arvense (DFP) se molieron hasta obtener un polvo fino utilizando un molino ultracentrífugo Retsch ZM200 (Retsch, Haan, Alemania) equipado con una malla de 0,75 mm y un rotor de acero inoxidable de 12 dientes y 10.000 rpm (Tabla 1). El polvo de semilla molido se transfirió a un dedal de papel y se desgrasó con hexano en un aparato Soxhlet durante 24 h. Una submuestra de mostaza de campo desgrasada se trató térmicamente a 100 °C durante 1 h para desnaturalizar la mirosinasa y prevenir la hidrólisis de glucosinolatos para formar isotiocianatos biológicamente activos. Se utilizó polvo de semilla de cola de caballo tratado térmicamente (DFP-HT) como control negativo mediante la desnaturalización de la mirosinasa.
El contenido de glucosinolatos de la harina de semillas desgrasadas se determinó por triplicado mediante cromatografía líquida de alto rendimiento (HPLC) de acuerdo con un protocolo publicado previamente 64 . Brevemente, se añadieron 3 mL de metanol a una muestra de 250 mg de polvo de semillas desgrasadas. Cada muestra se sonicó en un baño de agua durante 30 minutos y se dejó en la oscuridad a 23 °C durante 16 horas. Una alícuota de 1 mL de la capa orgánica se filtró entonces a través de un filtro de 0,45 μm en un muestreador automático. Ejecutando en un sistema HPLC Shimadzu (dos bombas LC 20AD; muestreador automático SIL 20A; desgasificador DGU 20As; detector SPD-20A UV-VIS para monitorización a 237 nm; y módulo de bus de comunicación CBM-20A), el contenido de glucosinolatos de la harina de semillas se determinó por triplicado . Utilizando el software Shimadzu LC Solution versión 1.25 (Shimadzu Corporation, Columbia, MD, EE. UU.). La columna fue una columna de fase reversa Inertsil C18 (250 mm × 4,6 mm; RP C-18, ODS-3, 5 u; GL Sciences, Torrance, CA, EE. UU.). Las condiciones iniciales de la fase móvil se ajustaron a 12 % de metanol/88 % de hidróxido de tetrabutilamonio 0,01 M en agua (TBAH; Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, EE. UU.) con un caudal de 1 ml/min. Tras la inyección de 15 μl de muestra, las condiciones iniciales se mantuvieron durante 20 minutos y, a continuación, la proporción de disolvente se ajustó a 100 % de metanol, con un tiempo total de análisis de la muestra de 65 minutos. Se generó una curva estándar (basada en nM/mAb) mediante diluciones seriadas de estándares de sinapina, glucosinolato y mirosina recién preparados (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, EE. UU.) para estimar el contenido de azufre de la harina de semillas desgrasada. Las concentraciones de glucosinolatos en las muestras se analizaron en un HPLC Agilent 1100 (Agilent, Santa Clara, CA, EE. UU.) utilizando OpenLAB CDS ChemStation versión (C.01.07 SR2 [255]) equipado con la misma columna y utilizando un método previamente descrito. Se determinaron las concentraciones de glucosinolatos; deben ser comparables entre sistemas de HPLC.
El isotiocianato de alilo (94 %, estable) y el isotiocianato de bencilo (98 %) se adquirieron de Fisher Scientific (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, EE. UU.). El isotiocianato de 4-hidroxibencilo se adquirió de ChemCruz (Santa Cruz Biotechnology, CA, EE. UU.). Al ser hidrolizados enzimáticamente por la mirosinasa, los glucosinolatos, glucosinolatos y glucosinolatos forman isotiocianato de alilo, isotiocianato de bencilo y isotiocianato de 4-hidroxibencilo, respectivamente.
Los bioensayos de laboratorio se realizaron según el método de Muturi et al. 32 con modificaciones. Se utilizaron cinco alimentos de semillas bajos en grasa en el estudio: DFP, DFP-HT, IG, PG y Ls. Se colocaron veinte larvas en un vaso de precipitados desechable de tres vías de 400 mL (VWR International, LLC, Radnor, PA, EE. UU.) que contenía 120 mL de agua desionizada (dH2O). Se probaron siete concentraciones de harina de semillas para la toxicidad larvaria de mosquitos: 0,01, 0,02, 0,04, 0,06, 0,08, 0,1 y 0,12 g de harina de semillas/120 ml de dH2O para harina de semillas DFP, DFP-HT, IG y PG. Los bioensayos preliminares indican que la harina de semillas desgrasada de Ls es más tóxica que otras cuatro harinas de semillas probadas. Por lo tanto, ajustamos las siete concentraciones de tratamiento de harina de semilla de Ls a las siguientes concentraciones: 0,015, 0,025, 0,035, 0,045, 0,055, 0,065 y 0,075 g/120 mL de dH2O.
Se incluyó un grupo control sin tratamiento (dH₂O, sin suplemento de harina de semillas) para evaluar la mortalidad normal de los insectos en las condiciones del ensayo. Los bioensayos toxicológicos para cada harina de semillas incluyeron tres réplicas de vasos de precipitados de tres pendientes (20 larvas de tercer estadio tardío por vaso), para un total de 108 viales. Los recipientes tratados se almacenaron a temperatura ambiente (20-21 °C) y se registró la mortalidad larvaria durante 24 y 72 horas de exposición continua a las concentraciones del tratamiento. Si el cuerpo y los apéndices del mosquito no se mueven al perforarlo o tocarlo con una espátula delgada de acero inoxidable, las larvas del mosquito se consideran muertas. Las larvas muertas generalmente permanecen inmóviles en posición dorsal o ventral en el fondo del recipiente o en la superficie del agua. El experimento se repitió tres veces en diferentes días utilizando diferentes grupos de larvas, para un total de 180 larvas expuestas a cada concentración del tratamiento.
La toxicidad de AITC, BITC y 4-HBITC para larvas de mosquitos se evaluó utilizando el mismo procedimiento de bioensayo, pero con diferentes tratamientos. Prepare soluciones madre de 100.000 ppm para cada sustancia química añadiendo 100 µL de la sustancia a 900 µL de etanol absoluto en un tubo de centrífuga de 2 mL y agitando durante 30 segundos para mezclar bien. Las concentraciones de tratamiento se determinaron con base en nuestros bioensayos preliminares, que encontraron que BITC era mucho más tóxico que AITC y 4-HBITC. Para determinar la toxicidad, se utilizaron 5 concentraciones de BITC (1, 3, 6, 9 y 12 ppm), 7 concentraciones de AITC (5, 10, 15, 20, 25, 30 y 35 ppm) y 6 concentraciones de 4-HBITC (15, 15, 20, 25, 30 y 35 ppm). 30, 45, 60, 75 y 90 ppm). El tratamiento control se inyectó con 108 μL de etanol absoluto, equivalente al volumen máximo del tratamiento químico. Los bioensayos se repitieron como se indicó anteriormente, exponiendo un total de 180 larvas por concentración de tratamiento. Se registró la mortalidad larvaria para cada concentración de AITC, BITC y 4-HBITC tras 24 h de exposición continua.
Se realizó un análisis probit de 65 datos de mortalidad relacionados con la dosis utilizando el software Polo (Polo Plus, LeOra Software, versión 1.0) para calcular la concentración letal del 50% (CL50), la concentración letal del 90% (CL90), la pendiente, el coeficiente de dosis letal y la concentración letal del 95%. basado en intervalos de confianza para razones de dosis letales para la concentración transformada en logaritmo y curvas de dosis-mortalidad. Los datos de mortalidad se basan en datos replicados combinados de 180 larvas expuestas a cada concentración de tratamiento. Se realizaron análisis probabilísticos por separado para cada harina de semilla y cada componente químico. Con base en el intervalo de confianza del 95% de la razón de dosis letal, la toxicidad de la harina de semilla y los componentes químicos para las larvas de mosquitos se consideró significativamente diferente, por lo que un intervalo de confianza que contiene un valor de 1 no fue significativamente diferente, P = 0,0566.
Los resultados de HPLC para la determinación de los principales glucosinolatos en las harinas de semillas desgrasadas DFP, IG, PG y Ls se listan en la Tabla 1. Los principales glucosinolatos en las harinas de semillas analizadas variaron, con excepción de DFP y PG, que contenían glucosinolatos de mirosinasa. El contenido de mirosina en PG fue mayor que en DFP, 33,3 ± 1,5 y 26,5 ± 0,9 mg/g, respectivamente. El polvo de semillas de Ls contenía 36,6 ± 1,2 mg/g de glucoglicona, mientras que el polvo de semillas de IG contenía 38,0 ± 0,5 mg/g de sinapina.
Las larvas de mosquitos Ae. Aedes aegypti murieron cuando se trataron con harina de semilla desgrasada, aunque la efectividad del tratamiento varió dependiendo de la especie de planta. Solo DFP-NT no fue tóxico para las larvas de mosquito después de 24 y 72 h de exposición (Tabla 2). La toxicidad del polvo de semilla activo aumentó con el aumento de la concentración (Fig. 1A, B). La toxicidad de la harina de semilla para las larvas de mosquito varió significativamente según el IC del 95% de la razón de dosis letal de los valores de LC50 en las evaluaciones de 24 y 72 horas (Tabla 3). Después de 24 horas, el efecto tóxico de la harina de semilla Ls fue mayor que otros tratamientos de harina de semilla, con la mayor actividad y toxicidad máxima para las larvas (LC50 = 0,04 g/120 ml dH2O). Las larvas fueron menos sensibles al DFP a las 24 horas en comparación con los tratamientos con polvo de semilla de IG, Ls y PG, con valores de LC50 de 0,115, 0,04 y 0,08 g/120 ml de dH2O respectivamente, que fueron estadísticamente superiores al valor de LC50. 0,211 g/120 ml de dH2O (Tabla 3). Los valores de LC90 de DFP, IG, PG y Ls fueron 0,376, 0,275, 0,137 y 0,074 g/120 ml de dH2O, respectivamente (Tabla 2). La concentración más alta de DPP fue de 0,12 g/120 ml de dH2O. Después de 24 horas de evaluación, la mortalidad larvaria promedio fue de solo el 12%, mientras que la mortalidad promedio de las larvas de IG y PG alcanzó el 51% y el 82%, respectivamente. Después de 24 horas de evaluación, la mortalidad larvaria promedio para el tratamiento de harina de semillas de Ls con la mayor concentración (0,075 g/120 ml dH2O) fue del 99 % (Fig. 1A).
Las curvas de mortalidad se estimaron a partir de la dosis-respuesta (Probit) de larvas de Ae. Egyptian (larvas de tercer estadio) a la concentración de harina de semilla 24 horas (A) y 72 horas (B) después del tratamiento. La línea punteada representa la CL50 del tratamiento con harina de semilla. DFP Thlaspi arvense, DFP-HT Thlaspi arvense inactivado por calor, IG Sinapsis alba (Ida Gold), PG Brassica juncea (Pacific Gold), Ls Lepidium sativum.
En la evaluación de 72 horas, los valores de LC50 de la harina de semilla de DFP, IG y PG fueron 0,111, 0,085 y 0,051 g/120 ml dH2O, respectivamente. Casi todas las larvas expuestas a la harina de semilla de Ls murieron después de 72 h de exposición, por lo que los datos de mortalidad fueron inconsistentes con el análisis Probit. En comparación con otras harinas de semilla, las larvas fueron menos sensibles al tratamiento con harina de semilla de DFP y tuvieron valores de LC50 estadísticamente más altos (Tablas 2 y 3). Después de 72 horas, los valores de LC50 para los tratamientos con harina de semilla de DFP, IG y PG se estimaron en 0,111, 0,085 y 0,05 g/120 ml dH2O, respectivamente. Tras 72 horas de evaluación, los valores de CL90 de los polvos de semillas de DFP, IG y PG fueron de 0,215, 0,254 y 0,138 g/120 ml de dH₂O, respectivamente. Tras 72 horas de evaluación, la mortalidad larvaria promedio para los tratamientos con harina de semillas de DFP, IG y PG, a una concentración máxima de 0,12 g/120 ml de dH₂O, fue del 58 %, 66 % y 96 %, respectivamente (Fig. 1B). Tras 72 horas de evaluación, se observó que la harina de semillas de PG era más tóxica que la de IG y DFP.
Los isotiocianatos sintéticos, isotiocianato de alilo (AITC), isotiocianato de bencilo (BITC) y 4-hidroxibencilisotiocianato (4-HBITC), pueden eliminar eficazmente las larvas de mosquito. A las 24 horas del tratamiento, el BITC mostró mayor toxicidad para las larvas, con una CL50 de 5,29 ppm, en comparación con las 19,35 ppm del AITC y las 55,41 ppm del 4-HBITC (Tabla 4). En comparación con el AITC y el BITC, el 4-HBITC presenta una menor toxicidad y una CL50 más alta. Existen diferencias significativas en la toxicidad larvaria de mosquitos de los dos isotiocianatos principales (Ls y PG) en la harina de semillas más potente. La toxicidad, basada en la relación de dosis letal de los valores de CL50 entre AITC, BITC y 4-HBITC, mostró una diferencia estadística tal que el IC del 95 % de la relación de dosis letal de CL50 no incluyó un valor de 1 (P = 0,05, Tabla 4). Se estimó que las concentraciones más altas de BITC y AITC mataron al 100 % de las larvas analizadas (Figura 2).
Las curvas de mortalidad se estimaron a partir de la dosis-respuesta (Probit) de Ae. 24 horas después del tratamiento, las larvas egipcias (larvas de tercer estadio) alcanzaron concentraciones de isotiocianato sintético. La línea punteada representa la CL50 del tratamiento con isotiocianato. Isotiocianato de bencilo BITC, isotiocianato de alilo AITC y 4-HBITC.
El uso de biopesticidas vegetales como agentes de control de mosquitos vectores se ha estudiado desde hace tiempo. Muchas plantas producen sustancias químicas naturales con actividad insecticida37. Sus compuestos bioactivos ofrecen una alternativa atractiva a los insecticidas sintéticos con gran potencial para el control de plagas, incluidos los mosquitos.
Las plantas de mostaza se cultivan por sus semillas, que se utilizan como especia y como fuente de aceite. Cuando se extrae aceite de mostaza de las semillas o cuando se extrae mostaza para su uso como biocombustible, el subproducto es harina de semilla desgrasada. Esta harina de semilla conserva muchos de sus componentes bioquímicos naturales y enzimas hidrolíticas. La toxicidad de esta harina de semilla se atribuye a la producción de isotiocianatos. Los isotiocianatos se forman por la hidrólisis de glucosinolatos por la enzima mirosinasa durante la hidratación de la harina de semilla y se conocen sus efectos fungicidas, bactericidas, nematicidas e insecticidas, además de otras propiedades, como efectos sensoriales químicos y propiedades quimioterapéuticas. Diversos estudios han demostrado que las plantas de mostaza y la harina de semilla actúan eficazmente como fumigantes contra plagas del suelo y de alimentos almacenados. En este estudio, evaluamos la toxicidad de la harina de cuatro semillas y sus tres productos bioactivos AITC, BITC y 4-HBITC para las larvas del mosquito Aedes aegypti. Se espera que la adición de harina de semillas directamente al agua que contiene larvas de mosquito active los procesos enzimáticos que producen isotiocianatos que son tóxicos para las larvas de mosquito. Esta biotransformación se demostró en parte por la actividad larvicida observada de la harina de semillas y la pérdida de actividad insecticida cuando la harina de semillas de mostaza enana se trató térmicamente antes de su uso. Se espera que el tratamiento térmico destruya las enzimas hidrolíticas que activan los glucosinolatos, previniendo así la formación de isotiocianatos bioactivos. Este es el primer estudio que confirma las propiedades insecticidas del polvo de semillas de col contra mosquitos en un ambiente acuático.
Entre los polvos de semillas probados, el polvo de semillas de berro (Ls) fue el más tóxico, causando una alta mortalidad de Aedes albopictus. Las larvas de Aedes aegypti se procesaron continuamente durante 24 horas. Los tres polvos de semillas restantes (PG, IG y DFP) tuvieron una actividad más lenta y aún causaron una mortalidad significativa después de 72 horas de tratamiento continuo. Solo la harina de semillas de Ls contenía cantidades significativas de glucosinolatos, mientras que PG y DFP contenían mirosinasa e IG contenía glucosinolato como el principal glucosinolato (Tabla 1). La glucotropeolina se hidroliza a BITC y la sinalbina se hidroliza a 4-HBITC61,62. Los resultados de nuestro bioensayo indican que tanto la harina de semillas de Ls como el BITC sintético son altamente tóxicos para las larvas de mosquitos. El principal componente de la harina de semillas de PG y DFP es el glucosinolato de mirosinasa, que se hidroliza a AITC. El AITC es eficaz para eliminar larvas de mosquitos, con un valor de CL50 de 19,35 ppm. En comparación con el AITC y el BITC, el isotiocianato de 4-HBITC es el menos tóxico para las larvas. Si bien el AITC es menos tóxico que el BITC, sus valores de CL50 son inferiores a los de muchos aceites esenciales probados en larvas de mosquitos32,73,74,75.
Nuestro polvo de semillas de crucíferas para uso contra larvas de mosquito contiene un glucosinolato principal, que representa más del 98-99% del total de glucosinolatos, determinado por HPLC. Se detectaron trazas de otros glucosinolatos, pero sus niveles fueron inferiores al 0,3% del total. El polvo de semillas de berro (L. sativum) contiene glucosinolatos secundarios (sinigrina), pero su proporción es del 1% del total de glucosinolatos, y su contenido sigue siendo insignificante (aproximadamente 0,4 mg/g de polvo de semillas). Aunque PG y DFP contienen el mismo glucosinolato principal (mirosina), la actividad larvicida de sus harinas de semillas difiere significativamente debido a sus valores de CL50. Varía en toxicidad para el oídio. La aparición de larvas de Aedes aegypti puede deberse a diferencias en la actividad de la mirosinasa o la estabilidad entre las dos fuentes de semillas. La actividad de la mirosinasa desempeña un papel importante en la biodisponibilidad de productos de hidrólisis, como los isotiocianatos, en plantas de Brassicaceae76. Estudios previos de Pocock et al.77 y Wilkinson et al.78 han demostrado que los cambios en la actividad y la estabilidad de la mirosinasa también pueden estar asociados a factores genéticos y ambientales.
El contenido esperado de isotiocianatos bioactivos se calculó con base en los valores de CL50 de cada harina de semilla a las 24 y 72 horas (Tabla 5) para compararlos con las aplicaciones químicas correspondientes. Después de 24 horas, los isotiocianatos en la harina de semilla fueron más tóxicos que los compuestos puros. Los valores de CL50 calculados con base en partes por millón (ppm) de los tratamientos de semillas con isotiocianato fueron menores que los valores de CL50 para las aplicaciones de BITC, AITC y 4-HBITC. Observamos larvas consumiendo pellets de harina de semilla (Figura 3A). En consecuencia, las larvas pueden recibir una exposición más concentrada a isotiocianatos tóxicos al ingerir pellets de harina de semilla. Esto fue más evidente en los tratamientos de harina de semilla IG y PG a las 24 h de exposición, donde las concentraciones de CL50 fueron 75% y 72% menores que los tratamientos con AITC y 4-HBITC puros, respectivamente. Los tratamientos con Ls y DFP fueron más tóxicos que el isotiocianato puro, con valores de CL50 un 24 % y un 41 % inferiores, respectivamente. Las larvas del tratamiento control puparon con éxito (Fig. 3B), mientras que la mayoría de las larvas del tratamiento con harina de semillas no lo hicieron y su desarrollo larvario se retrasó significativamente (Fig. 3B,D). En Spodopteralitura, los isotiocianatos se asocian con retraso del crecimiento y del desarrollo79.
Las larvas de mosquitos Aedes aegypti estuvieron expuestas continuamente a polvo de semillas de Brassica durante 24 a 72 horas. (A) Larvas muertas con partículas de harina de semillas en las piezas bucales (en un círculo); (B) El tratamiento de control (dH₂O sin harina de semillas añadida) muestra que las larvas crecen con normalidad y comienzan a pupar después de 72 horas. (C, D) Larvas tratadas con harina de semillas; la harina de semillas mostró diferencias en su desarrollo y no puparon.
No hemos estudiado el mecanismo de los efectos tóxicos de los isotiocianatos en larvas de mosquito. Sin embargo, estudios previos en hormigas rojas de fuego (Solenopsis invicta) han demostrado que la inhibición de la glutatión S-transferasa (GST) y la esterasa (EST) es el principal mecanismo de bioactividad de los isotiocianatos, y el AITC, incluso a baja actividad, también puede inhibir la actividad de la GST. [Se necesita más contexto para "hormigas rojas de fuego importadas"]. La dosis es de 0,5 µg/ml80. Por el contrario, el AITC inhibe la acetilcolinesterasa en gorgojos adultos del maíz (Sitophilus zeamais)81. Se requieren estudios similares para dilucidar el mecanismo de actividad de los isotiocianatos en larvas de mosquito.
Utilizamos el tratamiento con DFP inactivado por calor para respaldar la propuesta de que la hidrólisis de los glucosinolatos vegetales para formar isotiocianatos reactivos sirve como mecanismo de control de larvas de mosquitos mediante la harina de semilla de mostaza. La harina de semilla DFP-HT no fue tóxica a las dosis de aplicación probadas. Lafarga et al. 82 informaron que los glucosinolatos son sensibles a la degradación a altas temperaturas. También se espera que el tratamiento térmico desnaturalice la enzima mirosinasa en la harina de semilla y evite la hidrólisis de los glucosinolatos para formar isotiocianatos reactivos. Esto también fue confirmado por Okunade et al. 75, quienes demostraron que la mirosinasa es sensible a la temperatura, mostrando que la actividad de la mirosinasa se inactivó por completo cuando las semillas de mostaza, mostaza negra y sanguinaria se expusieron a temperaturas superiores a 80 °C. Estos mecanismos pueden resultar en la pérdida de la actividad insecticida de la harina de semilla DFP tratada térmicamente.
Por lo tanto, la harina de semilla de mostaza y sus tres isotiocianatos principales son tóxicos para las larvas de mosquitos. Dadas estas diferencias entre la harina de semilla y los tratamientos químicos, el uso de harina de semilla puede ser un método eficaz de control de mosquitos. Existe la necesidad de identificar formulaciones adecuadas y sistemas de administración eficaces para mejorar la eficacia y la estabilidad del uso de polvos de semillas. Nuestros resultados indican el uso potencial de la harina de semilla de mostaza como una alternativa a los pesticidas sintéticos. Esta tecnología podría convertirse en una herramienta innovadora para controlar los mosquitos vectores. Debido a que las larvas de mosquitos prosperan en ambientes acuáticos y los glucosinolatos de la harina de semilla se convierten enzimáticamente en isotiocianatos activos al hidratarse, el uso de harina de semilla de mostaza en agua infestada de mosquitos ofrece un potencial de control significativo. Aunque la actividad larvicida de los isotiocianatos varía (BITC > AITC > 4-HBITC), se necesita más investigación para determinar si la combinación de harina de semilla con múltiples glucosinolatos aumenta sinérgicamente la toxicidad. Este es el primer estudio que demuestra los efectos insecticidas de la harina de semillas de crucíferas desgrasadas y tres isotiocianatos bioactivos sobre los mosquitos. Los resultados de este estudio son innovadores al demostrar que la harina de semillas de col desgrasada, un subproducto de la extracción de aceite de las semillas, puede servir como un prometedor agente larvicida para el control de mosquitos. Esta información puede contribuir al descubrimiento de agentes de biocontrol vegetal y a su desarrollo como biopesticidas económicos, prácticos y respetuosos con el medio ambiente.
Los conjuntos de datos generados para este estudio y los análisis resultantes están disponibles a petición del autor correspondiente. Al finalizar el estudio, se destruyeron todos los materiales utilizados (insectos y harina de semillas).
Hora de publicación: 29 de julio de 2024