La leishmaniasis visceral (LV), conocida como kala-azar en el subcontinente indio, es una enfermedad parasitaria causada por el protozoo flagelado Leishmania, que puede ser mortal si no se trata con prontitud. El flebótomo Phlebotomus argentipes es el único vector confirmado de LV en el sudeste asiático, donde se controla mediante pulverización residual en interiores (IRS), un insecticida sintético. El uso de DDT en programas de control de LV ha provocado el desarrollo de resistencia en los flebótomos, por lo que el DDT ha sido sustituido por el insecticida alfa-cipermetrina. Sin embargo, la alfa-cipermetrina actúa de forma similar al DDT, por lo que el riesgo de resistencia en los flebótomos aumenta bajo el estrés causado por la exposición repetida a este insecticida. En este estudio, evaluamos la susceptibilidad de los mosquitos silvestres y su progenie F1 mediante el bioensayo en botella de los CDC.
Recolectamos mosquitos en 10 aldeas del distrito de Muzaffarpur, Bihar, India. Ocho aldeas continuaron usando insecticidas de alta potencia.cipermetrinaPara la fumigación de interiores, una aldea dejó de usar cipermetrina de alta potencia, y otra nunca la usó. Los mosquitos recolectados se expusieron a una dosis diagnóstica predefinida durante un tiempo definido (3 μg/ml durante 40 min), y se registraron la tasa de inactivación y la mortalidad 24 h después de la exposición.
Las tasas de mortalidad de los mosquitos silvestres oscilaron entre el 91,19 % y el 99,47 %, y las de sus generaciones F1, entre el 91,70 % y el 98,89 %. Veinticuatro horas después de la exposición, la mortalidad de los mosquitos silvestres osciló entre el 89,34 % y el 98,93 %, y la de su generación F1, entre el 90,16 % y el 98,33 %.
Los resultados de este estudio indican que puede desarrollarse resistencia en P. argentipes, lo que indica la necesidad de un seguimiento y vigilancia continuos para mantener el control una vez que se haya logrado la erradicación.
La leishmaniasis visceral (LV), conocida como kala-azar en el subcontinente indio, es una enfermedad parasitaria causada por el protozoo flagelado Leishmania y transmitida por la picadura de flebótomos hembra infectados (dípteros: Myrmecophaga). Los flebótomos son el único vector confirmado de la LV en el Sudeste Asiático. India está cerca de alcanzar el objetivo de eliminar la LV. Sin embargo, para mantener bajas las tasas de incidencia tras la erradicación, es fundamental reducir la población del vector y así prevenir su posible transmisión.
El control de mosquitos en el Sudeste Asiático se logra mediante la pulverización residual de interiores (IRS) con insecticidas sintéticos. El comportamiento sigiloso de reposo de los mosquitos los convierte en un blanco adecuado para el control de insecticidas mediante pulverización residual de interiores [1]. La pulverización residual de interiores con diclorodifeniltricloroetano (DDT), en el marco del Programa Nacional de Control de la Malaria de la India, ha tenido importantes efectos colaterales en el control de las poblaciones de mosquitos y la reducción significativa de los casos de LV [2]. Este control no planificado de la LV impulsó al Programa de Erradicación de la LV de la India a adoptar la pulverización residual de interiores como método principal de control de los mosquitos. En 2005, los gobiernos de la India, Bangladesh y Nepal firmaron un memorando de entendimiento con el objetivo de eliminar la LV para 2015 [3]. Las iniciativas de erradicación, que combinan el control vectorial con el diagnóstico y tratamiento rápidos de casos humanos, tenían como objetivo entrar en la fase de consolidación para 2015, objetivo que posteriormente se revisó a 2017 y posteriormente a 2020. [4] La nueva hoja de ruta mundial para eliminar las enfermedades tropicales desatendidas incluye la eliminación de la LV para 2030.[5]
A medida que India entra en la fase posterior a la erradicación del BCVD, es imperativo asegurar que no se desarrolle una resistencia significativa a la beta-cipermetrina. La razón de la resistencia es que tanto el DDT como la cipermetrina tienen el mismo mecanismo de acción, es decir, se dirigen a la proteína VGSC[21]. Por lo tanto, el riesgo de desarrollo de resistencia en los flebótomos puede aumentar por el estrés causado por la exposición regular a la cipermetrina altamente potente. Por lo tanto, es imperativo monitorear e identificar posibles poblaciones de flebótomos resistentes a este insecticida. En este contexto, el objetivo de este estudio fue monitorear el estado de susceptibilidad de los flebótomos silvestres utilizando dosis de diagnóstico y duraciones de exposición determinadas por Chaubey et al. [20] estudiaron P. argentipes de diferentes aldeas en el distrito de Muzaffarpur de Bihar, India, que utilizaron continuamente sistemas de pulverización de interiores tratados con cipermetrina (aldeas IPS continuas). Se comparó el estado de susceptibilidad de P. argentipes silvestre de aldeas que habían dejado de utilizar sistemas de pulverización de interiores tratados con cipermetrina (aldeas antiguas IPS) y de aquellas que nunca habían utilizado sistemas de pulverización de interiores tratados con cipermetrina (aldeas no IPS) utilizando el bioensayo en botella de los CDC.
Se seleccionaron diez aldeas para el estudio (Fig. 1; Tabla 1), de las cuales ocho tenían un historial de fumigación continua de interiores con piretroides sintéticos (hipermetrina; designadas como aldeas con hipermetrina continua) y tuvieron casos de LV (al menos un caso) en los últimos 3 años. De las dos aldeas restantes en el estudio, una aldea que no implementó la fumigación de interiores con beta-cipermetrina (aldea sin fumigación de interiores) se seleccionó como aldea de control y la otra aldea que tenía fumigación intermitente de interiores con beta-cipermetrina (aldea con fumigación intermitente de interiores/antigua aldea con fumigación de interiores) se seleccionó como aldea de control. La selección de estas aldeas se basó en la coordinación con el Departamento de Salud y el Equipo de Fumigación de Interiores y la validación del Micro Plan de Acción de Fumigación de Interiores en el Distrito de Muzaffarpur.
Mapa geográfico del distrito de Muzaffarpur que muestra la ubicación de las aldeas incluidas en el estudio (1-10). Ubicaciones del estudio: 1, Manifulkaha; 2, Ramdas Majhauli; 3, Madhubani; 4, Anandpur Haruni; 5, Pandey; 6, Hirapur; 7, Madhopur Hazari; 8, Hamidpur; 9, Noonfara; 10, Simara. El mapa se elaboró con el software QGIS (versión 3.30.3) y Open Assessment Shapefile.
Las botellas para los experimentos de exposición se prepararon de acuerdo con los métodos de Chaubey et al. [20] y Denlinger et al. [22]. Brevemente, se prepararon botellas de vidrio de 500 mL un día antes del experimento y la pared interna de las botellas se recubrió con el insecticida indicado (la dosis diagnóstica de α-cipermetrina fue de 3 μg/mL) aplicando una solución de acetona del insecticida (2,0 mL) al fondo, las paredes y la tapa de las botellas. Cada botella se secó luego en un rodillo mecánico durante 30 min. Durante este tiempo, desenrosque lentamente la tapa para permitir que la acetona se evapore. Después de 30 min de secado, retire la tapa y gire la botella hasta que toda la acetona se haya evaporado. Las botellas se dejaron abiertas para secar durante la noche. Para cada prueba replicada, una botella, utilizada como control, se recubrió con 2,0 mL de acetona. Todas las botellas se reutilizaron a lo largo de los experimentos después de una limpieza apropiada de acuerdo con el procedimiento descrito por Denlinger et al. y la Organización Mundial de la Salud [ 22 , 23 ].
Al día siguiente de la preparación del insecticida, se retiraron de las jaulas de los viales entre 30 y 40 mosquitos silvestres (hembras hambrientas) y se introdujeron con cuidado en cada vial. Se utilizó aproximadamente el mismo número de moscas por cada frasco recubierto de insecticida, incluyendo el de control. Repita esto al menos cinco o seis veces en cada aldea. Tras 40 minutos de exposición al insecticida, se registró el número de moscas derribadas. Todas las moscas se capturaron con un aspirador mecánico, se colocaron en recipientes de cartón de una pinta cubiertos con una malla fina y se colocaron en una incubadora separada en las mismas condiciones de humedad y temperatura con la misma fuente de alimento (bolas de algodón empapadas en una solución de azúcar al 30%) que las colonias no tratadas. Se registró la mortalidad 24 horas después de la exposición al insecticida. Todos los mosquitos fueron diseccionados y examinados para confirmar la identidad de la especie. Se realizó el mismo procedimiento con las moscas de la descendencia F1. Las tasas de derribo y mortalidad se registraron 24 h después de la exposición. Si la mortalidad en los frascos de control fue < 5%, no se realizó ninguna corrección de mortalidad en las réplicas. Si la mortalidad en el frasco de control fue ≥ 5% y ≤ 20%, la mortalidad en los frascos de prueba de esa réplica se corrigió mediante la fórmula de Abbott. Si la mortalidad en el grupo de control superó el 20%, se descartó todo el grupo de prueba [24, 25, 26].
Mortalidad media de mosquitos P. argentipes capturados en la naturaleza. Las barras de error representan los errores estándar de la media. La intersección de las dos líneas horizontales rojas con el gráfico (90 % y 98 % de mortalidad, respectivamente) indica la ventana de mortalidad en la que puede desarrollarse resistencia.[25]
Mortalidad media de la progenie F1 de P. argentipes silvestre. Las barras de error representan los errores estándar de la media. Las curvas intersectadas por las dos líneas horizontales rojas (90 % y 98 % de mortalidad, respectivamente) representan el rango de mortalidad en el que puede desarrollarse resistencia[25].
Se observó una alta sensibilidad de los mosquitos en la aldea de control/sin IRS (Manifulkaha) a los insecticidas. La mortalidad media (± EE) de los mosquitos capturados en la naturaleza 24 h después del abatimiento y la exposición fue del 99,47 ± 0,52 % y del 98,93 ± 0,65 %, respectivamente, y la mortalidad media de las crías F1 fue del 98,89 ± 1,11 % y del 98,33 ± 1,11 %, respectivamente (Tablas 2 y 3).
Los resultados de este estudio indican que los flebótomos de patas plateadas pueden desarrollar resistencia al piretroide sintético (SP) α-cipermetrina en pueblos donde este se utilizaba rutinariamente. Por el contrario, los flebótomos de patas plateadas recolectados en pueblos no cubiertos por el programa de control/IRS resultaron ser altamente susceptibles. Monitorear la susceptibilidad de las poblaciones silvestres de flebótomos es importante para monitorear la efectividad de los insecticidas utilizados, ya que esta información puede ayudar a controlar la resistencia a los insecticidas. Se han reportado regularmente altos niveles de resistencia al DDT en flebótomos de áreas endémicas de Bihar debido a la presión de selección histórica del IRS que utiliza este insecticida [ 1 ].
Descubrimos que P. argentipes es altamente sensible a los piretroides, y los ensayos de campo en India, Bangladesh y Nepal mostraron que el IRS tuvo una alta eficacia entomológica cuando se usó en combinación con cipermetrina o deltametrina [19, 26, 27, 28, 29]. Recientemente, Roy et al. [18] informaron que P. argentipes había desarrollado resistencia a los piretroides en Nepal. Nuestro estudio de susceptibilidad en campo mostró que los flebótomos de patas plateadas recolectados de aldeas no expuestas al IRS fueron altamente susceptibles, pero las moscas recolectadas de aldeas con IRS intermitente/anterior y con IRS continuo (la mortalidad varió del 90% al 97%, excepto los flebótomos de Anandpur-Haruni, que tuvieron una mortalidad del 89,34% a las 24 h posteriores a la exposición) fueron probablemente resistentes a la cipermetrina altamente efectiva [25]. Una posible razón para el desarrollo de esta resistencia es la presión ejercida por la pulverización rutinaria de interiores (IRS) y los programas de pulverización locales basados en casos, que son procedimientos estándar para el manejo de brotes de kala-azar en áreas/bloques/aldeas endémicas (Procedimiento operativo estándar para la investigación y el manejo de brotes [30]. Los resultados de este estudio proporcionan indicaciones tempranas del desarrollo de la presión selectiva contra la altamente efectiva cipermetrina. Desafortunadamente, los datos de susceptibilidad históricos para esta región, obtenidos utilizando el bioensayo en botella de los CDC, no están disponibles para comparación; todos los estudios previos han monitoreado la susceptibilidad de P. argentipes utilizando papel impregnado con insecticidas de la OMS. Las dosis de diagnóstico de insecticidas en las tiras de prueba de la OMS son las concentraciones de identificación recomendadas de insecticidas para uso contra vectores de la malaria (Anopheles gambiae), y la aplicabilidad operativa de estas concentraciones para los flebótomos no está clara porque los flebótomos vuelan con menos frecuencia que los mosquitos y pasan más tiempo en contacto con el sustrato en el bioensayo [23].
Los piretroides sintéticos se han utilizado en áreas endémicas de LV de Nepal desde 1992, alternando con los SP alfa-cipermetrina y lambda-cihalotrina para el control de los flebótomos [31], y la deltametrina también se ha utilizado en Bangladesh desde 2012 [32]. Se ha detectado resistencia fenotípica en poblaciones silvestres de flebótomos de patas plateadas en áreas donde se han utilizado piretroides sintéticos durante mucho tiempo [18, 33, 34]. Se ha detectado una mutación no sinónima (L1014F) en poblaciones silvestres del flebótomo indio y se ha asociado con resistencia al DDT, lo que sugiere que la resistencia a los piretroides surge a nivel molecular, ya que tanto el DDT como el piretroide (alfa-cipermetrina) se dirigen al mismo gen en el sistema nervioso del insecto [17, 34]. Por lo tanto, la evaluación sistemática de la susceptibilidad a la cipermetrina y el seguimiento de la resistencia de los mosquitos son esenciales durante los períodos de erradicación y poserradicación.
Una posible limitación de este estudio es que utilizamos el bioensayo en vial de los CDC para medir la susceptibilidad, pero todas las comparaciones utilizaron resultados de estudios previos que utilizaron el kit de bioensayo de la OMS. Los resultados de los dos bioensayos pueden no ser directamente comparables porque el bioensayo en vial de los CDC mide la caída al final del período de diagnóstico, mientras que el bioensayo del kit de la OMS mide la mortalidad a las 24 o 72 horas posteriores a la exposición (este último para compuestos de acción lenta) [35]. Otra posible limitación es el número de aldeas IRS en este estudio en comparación con una aldea no IRS y una aldea no IRS/anteriormente IRS. No podemos asumir que el nivel de susceptibilidad del mosquito vector observado en aldeas individuales en un distrito sea representativo del nivel de susceptibilidad en otras aldeas y distritos en Bihar. A medida que India entra en la fase posterior a la eliminación del virus de la leucemia, es imperativo prevenir el desarrollo significativo de resistencia. Se requiere un monitoreo rápido de la resistencia en las poblaciones de flebótomos de diferentes distritos, bloques y áreas geográficas. Los datos presentados en este estudio son preliminares y deben verificarse mediante comparación con las concentraciones de identificación publicadas por la Organización Mundial de la Salud [35] para obtener una idea más específica del estado de susceptibilidad de P. argentipes en estas áreas antes de modificar los programas de control de vectores para mantener bajas poblaciones de flebótomos y apoyar la eliminación del virus de la leucemia.
El mosquito P. argentipes, vector del virus de la leucosis, podría comenzar a mostrar signos tempranos de resistencia a la cipermetrina, altamente eficaz. El monitoreo regular de la resistencia a los insecticidas en poblaciones silvestres de P. argentipes es necesario para mantener el impacto epidemiológico de las intervenciones de control vectorial. La rotación de insecticidas con diferentes mecanismos de acción, o la evaluación y el registro de nuevos insecticidas, es necesaria y recomendada para gestionar la resistencia a los insecticidas y contribuir a la eliminación del virus de la leucosis en la India.
Hora de publicación: 17 de febrero de 2025