Este estudio evaluó la letalidad, la subletalidad y la toxicidad de productos comerciales.cipermetrinaformulaciones para renacuajos anuros. En la prueba aguda, se probaron concentraciones de 100–800 μg/L durante 96 h. En la prueba crónica, se probaron concentraciones de cipermetrina de origen natural (1, 3, 6 y 20 μg/L) para la mortalidad, seguidas de pruebas de micronúcleos y anomalías nucleares de glóbulos rojos durante 7 días. La LC50 de la formulación comercial de cipermetrina para renacuajos fue de 273,41 μg L−1. En la prueba crónica, la concentración más alta (20 μg L−1) resultó en una mortalidad superior al 50%, ya que mató a la mitad de los renacuajos probados. La prueba de micronúcleos mostró resultados significativos a 6 y 20 μg L−1 y se detectaron varias anomalías nucleares, lo que indica que la formulación comercial de cipermetrina tiene potencial genotóxico contra P. gracilis. La cipermetrina representa un alto riesgo para esta especie, lo que indica que puede causar múltiples problemas y afectar la dinámica de este ecosistema a corto y largo plazo. Por lo tanto, se puede concluir que las formulaciones comerciales de cipermetrina tienen efectos tóxicos sobre P. gracilis.
Debido a la continua expansión de las actividades agrícolas y la aplicación intensiva decontrol de plagasDebido a estas medidas, los animales acuáticos están frecuentemente expuestos a plaguicidas1,2. La contaminación de los recursos hídricos cerca de campos agrícolas puede afectar el desarrollo y la supervivencia de organismos no objetivo, como los anfibios.
Los anfibios están adquiriendo cada vez más importancia en la evaluación de matrices ambientales. Los anuros se consideran buenos bioindicadores de contaminantes ambientales debido a sus características únicas, tales como ciclos de vida complejos, tasas de crecimiento larvario rápido, estado trófico, piel permeable10,11, dependencia del agua para la reproducción12 y huevos desprotegidos11,13,14. La pequeña rana de agua (Physalaemus gracilis), comúnmente conocida como rana llorona, ha demostrado ser una especie bioindicadora de contaminación por plaguicidas4,5,6,7,15. La especie se encuentra en aguas estancadas, áreas protegidas o áreas con hábitat variable en Argentina, Uruguay, Paraguay y Brasil1617 y se considera estable según la clasificación de la UICN debido a su amplia distribución y tolerancia a diferentes hábitats18.
Se han descrito efectos subletales en anfibios tras la exposición a la cipermetrina, incluyendo cambios conductuales, morfológicos y bioquímicos en renacuajos23,24,25, alteración de la mortalidad y del tiempo de metamorfosis, cambios enzimáticos, disminución del éxito de eclosión24,25, hiperactividad26, inhibición de la actividad de la colinesterasa27 y cambios en el rendimiento natatorio7,28. Sin embargo, los estudios sobre los efectos genotóxicos de la cipermetrina en anfibios son limitados. Por lo tanto, es importante evaluar la susceptibilidad de las especies de anuros a la cipermetrina.
La contaminación ambiental afecta el crecimiento y desarrollo normal de los anfibios, pero el efecto adverso más grave es el daño genético al ADN causado por la exposición a pesticidas13. El análisis de la morfología de las células sanguíneas es un importante bioindicador de la contaminación y la toxicidad potencial de una sustancia para las especies silvestres29. La prueba de micronúcleos es uno de los métodos más utilizados para determinar la genotoxicidad de los productos químicos en el medio ambiente30. Es un método rápido, eficaz y económico que constituye un buen indicador de la contaminación química de organismos como los anfibios31,32 y puede proporcionar información sobre la exposición a contaminantes genotóxicos33.
El objetivo de este estudio fue evaluar el potencial tóxico de las formulaciones comerciales de cipermetrina para los pequeños renacuajos acuáticos mediante una prueba de micronúcleos y una evaluación del riesgo ecológico.
Mortalidad acumulada (%) de renacuajos de P. gracilis expuestos a diferentes concentraciones de cipermetrina comercial durante el período agudo de la prueba.
Mortalidad acumulada (%) de renacuajos de P. gracilis expuestos a diferentes concentraciones de cipermetrina comercial durante una prueba crónica.
La elevada mortalidad observada fue resultado de efectos genotóxicos en anfibios expuestos a diferentes concentraciones de cipermetrina (6 y 20 μg/L), como lo demuestra la presencia de micronúcleos (MN) y anomalías nucleares en eritrocitos. La formación de MN indica errores en la mitosis y se asocia con una unión deficiente de los cromosomas a los microtúbulos, defectos en los complejos proteicos responsables de la captación y el transporte de cromosomas, errores en la segregación cromosómica y errores en la reparación del daño del ADN38,39 y puede estar relacionada con el estrés oxidativo inducido por el plaguicida40,41. Se observaron otras anomalías en todas las concentraciones evaluadas. El aumento de las concentraciones de cipermetrina incrementó las anomalías nucleares en los eritrocitos en un 5% y un 20% en las dosis más bajas (1 μg/L) y más altas (20 μg/L), respectivamente. Por ejemplo, los cambios en el ADN de una especie pueden tener graves consecuencias para la supervivencia a corto y largo plazo, lo que resulta en una disminución de la población, una aptitud reproductiva alterada, endogamia, pérdida de diversidad genética y tasas de migración alteradas. Todos estos factores pueden afectar la supervivencia y el mantenimiento de la especie42,43. La formación de anomalías eritroides puede indicar un bloqueo en la citocinesis, lo que resulta en una división celular anormal (eritrocitos binucleados)44,45; los núcleos multilobulados son protrusiones de la membrana nuclear con múltiples lóbulos46, mientras que otras anomalías eritroides pueden estar asociadas con la amplificación del ADN, como riñones/vesículas nucleares47. La presencia de eritrocitos anucleados puede indicar un transporte de oxígeno deficiente, especialmente en agua contaminada48,49. La apoptosis indica muerte celular50.
Otros estudios también han demostrado los efectos genotóxicos de la cipermetrina. Kabaña et al.51 demostraron la presencia de micronúcleos y cambios nucleares, como células binucleadas y células apoptóticas, en células de Odontophrynus americanus después de la exposición a altas concentraciones de cipermetrina (5000 y 10 000 μg L−1) durante 96 h. También se detectó apoptosis inducida por cipermetrina en P. biligonigerus52 y Rhinella arenarum53. Estos resultados sugieren que la cipermetrina tiene efectos genotóxicos en una variedad de organismos acuáticos y que el ensayo MN y ENA puede ser un indicador de efectos subletales en anfibios y puede ser aplicable a especies nativas y poblaciones silvestres expuestas a tóxicos12.
Las formulaciones comerciales de cipermetrina representan un alto riesgo ambiental (tanto agudo como crónico), con HQ que superan el nivel de la Agencia de Protección Ambiental de EE. UU. (EPA)54 que puede afectar negativamente a la especie si está presente en el medio ambiente. En la evaluación de riesgo crónico, el NOEC para la mortalidad fue de 3 μg L−1, lo que confirma que las concentraciones encontradas en el agua pueden representar un riesgo para la especie55. El NOEC letal para larvas de R. arenarum expuestas a una mezcla de endosulfán y cipermetrina fue de 500 μg L−1 después de 168 h; este valor disminuyó a 0,0005 μg L−1 después de 336 h. Los autores muestran que cuanto mayor es la exposición, menores son las concentraciones que son dañinas para la especie. También es importante destacar que los valores de NOEC fueron más altos que los de P. gracilis en el mismo tiempo de exposición, lo que indica que la respuesta de la especie a la cipermetrina es específica de la especie. Además, en términos de mortalidad, el valor de CHQ de P. gracilis después de la exposición a cipermetrina alcanzó 64,67, que es superior al valor de referencia establecido por la Agencia de Protección Ambiental de EE. UU.54, y el valor de CHQ de las larvas de R. arenarum también fue superior a este valor (CHQ > 388,00 después de 336 h), lo que indica que los insecticidas estudiados representan un alto riesgo para varias especies de anfibios. Considerando que P. gracilis requiere aproximadamente 30 días para completar la metamorfosis56, se puede concluir que las concentraciones estudiadas de cipermetrina pueden contribuir a la disminución de la población al impedir que los individuos infectados alcancen la etapa adulta o reproductiva a una edad temprana.
En la evaluación de riesgo calculada de micronúcleos y otras anomalías nucleares de eritrocitos, los valores de CHQ oscilaron entre 14,92 y 97,00, lo que indica que la cipermetrina tenía un riesgo genotóxico potencial para P. gracilis incluso en su hábitat natural. Teniendo en cuenta la mortalidad, la concentración máxima de compuestos xenobióticos tolerable para P. gracilis fue de 4,24 μg L−1. Sin embargo, concentraciones tan bajas como 1 μg/L también mostraron efectos genotóxicos. Este hecho puede conducir a un aumento en el número de individuos anormales57 y afectar el desarrollo y la reproducción de las especies en sus hábitats, lo que lleva a una disminución en las poblaciones de anfibios.
Las formulaciones comerciales del insecticida cipermetrina mostraron alta toxicidad aguda y crónica para P. gracilis. Se observaron tasas de mortalidad más altas, probablemente debido a efectos tóxicos, como lo evidencia la presencia de micronúcleos y anomalías nucleares de eritrocitos, especialmente núcleos serrados, núcleos lobulados y núcleos vesiculares. Además, la especie estudiada mostró mayores riesgos ambientales, tanto agudos como crónicos. Estos datos, combinados con estudios previos de nuestro grupo de investigación, mostraron que incluso diferentes formulaciones comerciales de cipermetrina todavía causaron disminución de las actividades de acetilcolinesterasa (AChE) y butirilcolinesterasa (BChE) y estrés oxidativo58, y resultaron en cambios en la actividad de natación y malformaciones orales59 en P. gracilis, lo que indica que las formulaciones comerciales de cipermetrina tienen alta toxicidad letal y subletal para esta especie. Hartmann et al. Un estudio reveló que las formulaciones comerciales de cipermetrina eran las más tóxicas para P. gracilis y otra especie del mismo género (P. cuvieri) en comparación con otros nueve plaguicidas. Esto sugiere que las concentraciones de cipermetrina legalmente aprobadas para la protección ambiental podrían provocar una alta mortalidad y una disminución poblacional a largo plazo.
Se necesitan más estudios para evaluar la toxicidad del plaguicida en los anfibios, ya que las concentraciones encontradas en el medio ambiente pueden causar una alta mortalidad y suponer un riesgo potencial para P. gracilis. Se debe fomentar la investigación sobre especies de anfibios, dado que los datos sobre estos organismos son escasos, especialmente sobre las especies brasileñas.
La prueba de toxicidad crónica duró 168 h (7 días) en condiciones estáticas y las concentraciones subletales fueron: 1, 3, 6 y 20 μg ai L−1. En ambos experimentos, se evaluaron 10 renacuajos por grupo de tratamiento con seis réplicas, para un total de 60 renacuajos por concentración. Mientras tanto, el tratamiento solo con agua sirvió como control negativo. Cada montaje experimental consistió en una placa de vidrio estéril con una capacidad de 500 ml y una densidad de 1 renacuajo por 50 ml de solución. El matraz se cubrió con una película de polietileno para evitar la evaporación y se aireó continuamente.
Se analizó químicamente el agua para determinar las concentraciones de plaguicidas a las 0, 96 y 168 horas. Según Sabin et al. 68 y Martins et al. 69, los análisis se realizaron en el Laboratorio de Análisis de Plaguicidas (LARP) de la Universidad Federal de Santa María mediante cromatografía de gases acoplada a espectrometría de masas de triple cuadrupolo (modelo Varian 1200, Palo Alto, California, EE. UU.). La determinación cuantitativa de plaguicidas en el agua se muestra como material complementario (Tabla SM1).
Para la prueba de micronúcleos (MNT) y la prueba de anomalías nucleares de glóbulos rojos (RNA), se analizaron 15 renacuajos de cada grupo de tratamiento. Los renacuajos fueron anestesiados con lidocaína al 5% (50 mg g-170) y se recolectaron muestras de sangre mediante punción cardíaca con jeringas desechables heparinizadas. Se prepararon frotis de sangre en portaobjetos estériles, se secaron al aire, se fijaron con metanol al 100% (4 °C) durante 2 min y luego se tiñeron con solución de Giemsa al 10% durante 15 min en la oscuridad. Al finalizar el proceso, los portaobjetos se lavaron con agua destilada para eliminar el exceso de tinción y se secaron a temperatura ambiente.
Al menos 1000 eritrocitos de cada renacuajo fueron analizados usando un microscopio de 100× con un objetivo de 71 para determinar la presencia de MN y ENA. Se evaluó un total de 75,796 eritrocitos de renacuajos considerando concentraciones de cipermetrina y controles. La genotoxicidad fue analizada de acuerdo con el método de Carrasco et al. y Fenech et al.38,72 determinando la frecuencia de las siguientes lesiones nucleares: (1) células anucleadas: células sin núcleos; (2) células apoptóticas: fragmentación nuclear, muerte celular programada; (3) células binucleadas: células con dos núcleos; (4) brotes nucleares o células de bleb: células con núcleos con pequeñas protrusiones de la membrana nuclear, blebs de tamaño similar a los micronúcleos; (5) células cariolizadas: células con solo el contorno del núcleo sin material interno; (6) Células con muescas: células con núcleos que presentan grietas o muescas evidentes en su forma, también llamados núcleos en forma de riñón; (7) Células lobuladas: células con protrusiones nucleares mayores que las vesículas mencionadas anteriormente; y (8) Microcélulas: células con núcleos condensados y citoplasma reducido. Los cambios se compararon con los resultados del control negativo.
Los resultados de la prueba de toxicidad aguda (LC50) se analizaron utilizando el software GBasic y el método TSK-Trimmed Spearman-Karber74. Los datos de la prueba crónica se sometieron a pruebas previas de normalidad de errores (Shapiro-Wilks) y homogeneidad de varianza (Bartlett). Los resultados se analizaron mediante análisis de varianza unidireccional (ANOVA). Se utilizó la prueba de Tukey para comparar los datos entre sí y la prueba de Dunnett para comparar los datos entre el grupo de tratamiento y el grupo de control negativo.
Los datos de LOEC y NOEC se analizaron mediante la prueba de Dunnett. Las pruebas estadísticas se realizaron con el software Statistica 8.0 (StatSoft) con un nivel de significancia del 95 % (p < 0,05).
Hora de publicación: 13 de marzo de 2025