El hongo causante del tizón del arroz Kosakonia oryziphila NP19 se puede utilizar como promotor del crecimiento de las plantas y pesticida biológico para suprimir el tizón del arroz de la variedad KDML105.

Este estudio demuestra que el hongo simbiótico de la rizosfera *Kosakonia oryziphila* NP19 aislado de las raíces del arroz es un biopesticida prometedor que promueve el crecimiento de las plantas y un biopesticida para el control del añublo del arroz causado por *Pyricularia oryzae*. Se realizaron experimentos in vitro en hojas frescas de plántulas de arroz jazmín de la variedad Khao Dawk Mali 105 (KDML105). Los resultados mostraron que NP19 inhibió eficazmente la germinación de los conidios de *Pyricularia oryzae*. La infección de *Pyricularia oryzae* se inhibió bajo tres condiciones de tratamiento diferentes: primero, el arroz se colonizó con NP19 y se inoculó con conidios de *Pyricularia oryzae*; segundo, se aplicó una mezcla de NP19 y conidios de *Pyricularia oryzae* a las hojas;
La bacteria de la rizosfera *Kosakonia oryziphila* NP19¹⁴Se aisló de raíces de arroz (*Oryza sativa* L. cv. RD6). El NP19 de *Kosakonia oryziphila* posee propiedades promotoras del crecimiento vegetal, como la fijación de nitrógeno, la producción de ácido indol acético (AIA) y la solubilización de fosfato. Curiosamente, el NP19 de *Kosakonia oryziphila* produce quitinasa.^14.La aplicación de NP19 de *Kosakonia oryziphila* a semillas de arroz KDML105 mejoró la supervivencia del arroz tras la infección por el tizón del arroz. El objetivo de este estudio es (i) dilucidar el mecanismo inhibidor de NP19 de *Kosakonia oryziphila* contra el tizón del arroz y (ii) investigar su efecto en el control del tizón del arroz.

Los nutrientes desempeñan un papel crucial en el crecimiento y desarrollo de las plantas, actuando como factores que controlan diversas enfermedades microbianas. La nutrición mineral de una planta determina su resistencia a las enfermedades, sus características morfológicas o tisulares, y su virulencia (capacidad de sobrevivir a patógenos). El fósforo puede ralentizar el desarrollo y reducir la gravedad del tizón del arroz al aumentar la síntesis de compuestos fenólicos. El potasio generalmente reduce la incidencia de muchas enfermedades del arroz, como el tizón del arroz, la mancha bacteriana de la hoja, la mancha de la vaina foliar, la pudrición del tallo y la mancha foliar. Un estudio de Perrenoud demostró que los fertilizantes ricos en potasio también pueden reducir la incidencia de enfermedades fúngicas del arroz y aumentar el rendimiento. Numerosos estudios han demostrado que los fertilizantes azufrados pueden mejorar la resistencia de los cultivos a los patógenos fúngicos.²⁷El exceso de magnesio (un componente de la clorofila) puede provocar la enfermedad del arroz.²¹El zinc puede matar directamente a los patógenos, reduciendo así la gravedad de la enfermedad.²²Los ensayos de campo mostraron que, si bien las concentraciones de fósforo, potasio, azufre y zinc en el suelo fueron mayores que en el experimento en macetas, el tizón del arroz se propagó a través de las hojas. Los nutrientes del suelo podrían no ser muy eficaces para controlar el tizón del arroz, ya que la humedad relativa y la temperatura son desfavorables para una infestación fuerte de patógenos.
En ensayos de campo, se detectaron Stenotrophomonas maltophilia, P. dispersa, Xanthomonas sacchari, Burkholderia multivorans, Burkholderia diffusa, Burkholderia vietnamiensis y C. gleum en todos los tratamientos. Stenotrophomonas maltophilia se ha aislado de la rizosfera de trigo, avena, pepino, maíz y papa, y ha demostrado tener propiedades de biocontrol.^actividadcontra Colletotrichum nymphaeae.28 Además, se ha informado que P. dispersa es eficaz contra el ácaro negro.^{podredumbre de}batata.29 Además, la cepa R1 de Xanthomonas sacchari ha mostrado actividad antagónica contra el tizón del arroz y la pudrición de la panícula causada por Burkholderia^glumas.30Burkholderia oryzae NP19 puede establecer una relación simbiótica con el tejido del arroz durante la germinación y convertirse en un hongo simbiótico endémico para algunas variedades de arroz. Mientras que otras bacterias del suelo pueden colonizar el arroz después del trasplante, el hongo del añublo NP19, una vez colonizado, influye en múltiples factores del mecanismo de defensa del arroz contra esta enfermedad. NP19 no solo suprime el crecimiento de P. oryzae en más del 50 % (véase la Tabla Suplementaria S1 en el apéndice en línea), sino que también reduce el número de lesiones de añublo en las hojas y aumenta el rendimiento del arroz inoculado o colonizado con NP19 (RBf, RFf-B y RBFf-B) en ensayos de campo (Figura S3).
El hongo Pyricularia oryzae, causante del tizón vegetal, es un hongo hemittrófico que requiere nutrientes de la planta huésped durante la infección. Las plantas producen especies reactivas de oxígeno (ERO) para suprimir la infección fúngica; sin embargo, Pyricularia oryzae utiliza diversas estrategias para contrarrestar las ERO producidas por el huésped.³¹Las peroxidasas parecen desempeñar un papel en la resistencia a los patógenos, incluida la reticulación de las proteínas de la pared celular, el engrosamiento de las paredes del xilema, la producción de ROS y la neutralización del peróxido de hidrógeno.³²Las enzimas antioxidantes pueden actuar como un sistema específico de eliminación de ROS. Gracias a sus propiedades antioxidantes, la superóxido dismutasa (SOD) y la peroxidasa (POD) ayudan a iniciar respuestas de defensa, siendo la SOD la primera línea de defensa.³³En el arroz, la actividad de la peroxidasa vegetal se induce después de la infección con patógenos vegetales como *Pyricularia oryzae* y *Xanthomonas oryzae pv. Oryzae*.³²En este estudio, la actividad de la peroxidasa aumentó en el arroz colonizado y/o inoculado con *Magnaporthe oryzae* NP19; sin embargo, *Magnaporthe oryzae* no afectó la actividad de la peroxidasa. La superóxido dismutasa (SOD), como H₂O₂ sintasa, cataliza la reducción de O₂⁻ a H₂O₂. La SOD juega un papel crucial en la resistencia de la planta a varios tipos de estreses al equilibrar la concentración de H₂O₂ dentro de la planta, mejorando así la tolerancia de la planta a varios tipos de estreses³⁴. En este estudio, en el experimento en maceta, 30 días después de la inoculación de *Magnaporthe oryzae* (30 DAT), las actividades de la SOD en los grupos RF y RBF fueron 121.9% y 104.5% más altas que las del grupo R, respectivamente, lo que indica una respuesta de la SOD a la infección por *Magnaporthe oryzae*. Tanto en los experimentos en maceta como en campo, las actividades de SOD en el arroz inoculado con *Magnaporthe oryzae* NP19 fueron un 67,7 % y un 28,8 % superiores a las del arroz sin inocular 30 días después de la inoculación, respectivamente. Las respuestas bioquímicas de las plantas se ven afectadas por el entorno, la fuente de estrés y el tipo de planta³⁵. La actividad de las enzimas antioxidantes de las plantas se ve directamente afectada por factores ambientales, que a su vez influyen en la actividad de las enzimas antioxidantes de las plantas al alterar la comunidad microbiana vegetal.
El hongo de la enfermedad del tizón del arroz (Kosakonia oryziphila NP19, número de acceso del NCBI PP861312) utilizado en este estudio fue la cepa¹³Aislada de las raíces del cultivar de arroz RD6 en la provincia de Nakhon Phanom, Tailandia (16° 59′ 42.9″ N 104° 22′ 17.9″ E). Esta cepa se cultivó en caldo nutritivo (NB) a 30 °C y 150 rpm durante 18 h. Para calcular la concentración bacteriana, se midió la absorbancia de la suspensión bacteriana a 600 nm. La concentración de la suspensión bacteriana se ajustó a^10⁶UFC/mL con agua desionizada estéril (_dH₂OEl hongo del añublo del arroz (Pyricularia oryzae) se inoculó en agar de papa y dextrosa (PDA) y se incubó a 25 °C durante 7 días. El micelio fúngico se transfirió a un medio de agar de salvado de arroz (2 % (p/v) de salvado de arroz, 0,5 % (p/v) de sacarosa y 2 % (p/v) de agar disuelto en agua desionizada, pH 7) y se incubó a 25 °C durante 7 días. Se colocó una hoja esterilizada de un cultivar de arroz susceptible (KDML105) sobre el micelio para inducir conidios y se incubó a 25 °C durante 5 días bajo luz UV y blanca combinadas. Los conidios se recolectaron frotando suavemente el micelio y la superficie de la hoja infectada con 10 ml de solución esterilizada de Tween 20 al 0,025 % (v/v). La solución fúngica se filtró a través de ocho capas de estopilla para eliminar el micelio, el agar y las hojas de arroz. La concentración de conidios en la suspensión se ajustó a 5 × 10⁵ conidios/ml para su posterior análisis.
Se prepararon cultivos frescos de células de Kosakonia oryziphila NP19 cultivándolas en medio NB a 37 °C durante 24 h. Tras la centrifugación (3047 × g, 10 min), se recogió el sedimento celular, se lavó dos veces con solución salina tamponada con fosfato 10 mM (PBS, pH 7,2) y se resuspendió en el mismo tampón. La densidad óptica de la suspensión celular se midió a 600 nm, obteniendo un valor aproximado de 1,0 (equivalente a 1,0 × 10⁷ UFC/μl, determinado mediante siembra en placas de agar nutritivo). Los conidios de P. oryzae se obtuvieron suspendiéndolos en solución PBS y contándolos con un hemocitómetro. Las suspensiones de *K. oryziphila* NP19 y *P. Para los experimentos de frotis de hojas, se prepararon conidios de K. oryziphila* en hojas frescas de arroz a concentraciones de 1,0 × 10⁷ UFC/μL y 5,0 × 10² conidios/μL, respectivamente. El método de preparación de la muestra de arroz fue el siguiente: se cortaron hojas de 5 cm de largo de plántulas de arroz y se colocaron en placas de Petri forradas con papel absorbente humedecido. Se establecieron cinco grupos de tratamiento: (i) R: hojas de arroz sin inoculación bacteriana como control, suplementadas con solución de Tween 20 al 0,025% (v/v); (ii) RB + F: arroz inoculado con K. oryziphila NP19, suplementado con 2 μL de suspensión de conidios del hongo causante del añublo del arroz; (iii) R + BF: Arroz en el grupo R suplementado con 4 μl de una mezcla de suspensión de conidios de hongo de añublo y K. oryziphila NP19 (relación de volumen 1:1); (iv) R + F: Arroz en el grupo R suplementado con 2 μl de suspensión de conidios de hongo de añublo; (v) RF + B: Arroz en el grupo R suplementado con 2 μl de suspensión de conidios de hongo de añublo se incubaron durante 30 h, y luego se añadieron 2 μl de K. oryziphila NP19 en el mismo lugar. Todas las placas de Petri se incubaron a 25 °C en la oscuridad durante 30 h y luego se colocaron bajo luz continua. Cada grupo se formó por triplicado. Después de 72 h de cultivo, los tejidos de la planta se observaron y analizaron mediante microscopía electrónica de barrido (SEM). Brevemente, los tejidos vegetales se fijaron en tampón de fosfato con 2,5 % (v/v) de glutaraldehído y se deshidrataron mediante una serie de soluciones de etanol. Tras el secado en punto crítico con dióxido de carbono, las muestras se recubrieron con oro por pulverización catódica y finalmente se examinaron con un microscopio electrónico de barrido.¹⁵