Este estudio demuestra que el hongo simbiótico de la rizosfera *Kosakonia oryziphila* NP19 aislado de raíces de arroz es un prometedor biopesticida promotor del crecimiento vegetal y biopesticida para el control de la piriculariosis del arroz causada por *Pyricularia oryzae*. Se realizaron experimentos in vitro en hojas frescas de plántulas de arroz jazmín de la variedad Khao Dawk Mali 105 (KDML105). Los resultados mostraron que NP19 inhibió eficazmente la germinación de conidios de *Pyricularia oryzae*. La infección por *Pyricularia oryzae* se inhibió bajo tres condiciones de tratamiento diferentes: primero, el arroz fue colonizado con NP19 e inoculado con conidios de *Pyricularia oryzae*; segundo, se aplicó una mezcla de NP19 y conidios de *Pyricularia oryzae* a las hojas;
La bacteria de la rizosfera *Kosakonia oryziphila* NP1914Se aisló de raíces de arroz (*Oryza sativa* L. cv. RD6). *Kosakonia oryziphila* NP19 tiene propiedades promotoras del crecimiento vegetal, incluyendo fijación de nitrógeno, producción de ácido indolacético (AIA) y solubilización de fosfato. Curiosamente, *Kosakonia oryziphila* NP19 produce quitinasa.14.La aplicación de *Kosakonia oryziphila* NP19 a las semillas de arroz KDML105 mejoró la supervivencia del arroz tras la infección por la piriculariosis. El objetivo de este estudio es (i) dilucidar el mecanismo de inhibición de *Kosakonia oryziphila* NP19 contra la piriculariosis y (ii) investigar el efecto de *Kosakonia oryziphila* NP19 en el control de esta enfermedad.
Los nutrientes desempeñan un papel crucial en el crecimiento y desarrollo de las plantas, actuando como factores que controlan diversas enfermedades microbianas. La nutrición mineral de una planta determina su resistencia a las enfermedades, sus características morfológicas o tisulares y su virulencia, es decir, su capacidad para sobrevivir frente a los patógenos. El fósforo puede ralentizar el desarrollo y reducir la gravedad de la piriculariosis del arroz al aumentar la síntesis de compuestos fenólicos. El potasio generalmente reduce la incidencia de muchas enfermedades del arroz, como la piriculariosis, la mancha bacteriana de la hoja, la mancha de la vaina foliar, la pudrición del tallo y la mancha foliar. Un estudio de Perrenoud demostró que los fertilizantes con alto contenido de potasio también pueden reducir la incidencia de enfermedades fúngicas del arroz y aumentar el rendimiento. Numerosos estudios han demostrado que los fertilizantes de azufre pueden mejorar la resistencia de los cultivos a los patógenos fúngicos.27El exceso de magnesio (un componente de la clorofila) puede provocar la enfermedad del tizón del arroz.21El zinc puede eliminar directamente los patógenos, reduciendo así la gravedad de la enfermedad.22Los ensayos de campo demostraron que, si bien las concentraciones de fósforo, potasio, azufre y zinc en el suelo de campo eran mayores que en el experimento en macetas, la piriculariosis del arroz se propagaba igualmente a través de las hojas. Es posible que los nutrientes del suelo no sean muy eficaces para controlar la piriculariosis, ya que la humedad relativa y la temperatura son desfavorables para una fuerte infestación del patógeno.
En ensayos de campo, se detectaron Stenotrophomonas maltophilia, P. dispersa, Xanthomonas sacchari, Burkholderia multivorans, Burkholderia diffusa, Burkholderia vietnamiensis y C. gleum en todos los tratamientos. Stenotrophomonas maltophilia se ha aislado de la rizosfera de trigo, avena, pepino, maíz y patata y ha demostrado biocontrol.actividadcontra Colletotrichum nymphaeae.28 Además, se ha informado que P. dispersa es eficaz contra el negropodredumbre debatata.29 Además, la cepa R1 de Xanthomonas sacchari ha mostrado actividad antagónica contra la piriculariosis del arroz y la pudrición de la panícula causadas por Burkholderiaglumas.30Burkholderia oryzae NP19 puede establecer una relación simbiótica con el tejido del arroz durante la germinación y convertirse en un hongo simbiótico endémico para algunas variedades de arroz. Si bien otras bacterias del suelo pueden colonizar el arroz después del trasplante, el hongo causante de la piriculariosis, NP19, una vez colonizado, influye en múltiples factores del mecanismo de defensa del arroz contra esta enfermedad. NP19 no solo suprime el crecimiento de P. oryzae en más del 50 % (véase la Tabla S1 complementaria en el apéndice en línea), sino que también reduce el número de lesiones de piriculariosis en las hojas y aumenta el rendimiento del arroz inoculado o colonizado con NP19 (RBf, RFf-B y RBFf-B) en ensayos de campo (Figura S3).
El hongo Pyricularia oryzae, causante de la piriculariosis vegetal, es un hongo hemitrótrofo que requiere nutrientes de la planta huésped durante la infección. Las plantas producen especies reactivas de oxígeno (ROS) para suprimir la infección fúngica; sin embargo, Pyricularia oryzae utiliza diversas estrategias para contrarrestar las ROS producidas por la planta huésped.31Las peroxidasas parecen desempeñar un papel en la resistencia a los patógenos, incluyendo la reticulación de las proteínas de la pared celular, el engrosamiento de las paredes del xilema, la producción de especies reactivas de oxígeno (ROS) y la neutralización del peróxido de hidrógeno.32Las enzimas antioxidantes pueden funcionar como un sistema específico de eliminación de especies reactivas de oxígeno (ROS). Gracias a sus propiedades antioxidantes, la superóxido dismutasa (SOD) y la peroxidasa (POD) ayudan a iniciar las respuestas de defensa, siendo la SOD la primera línea de defensa.33En el arroz, la actividad de la peroxidasa vegetal se induce después de la infección con patógenos vegetales como *Pyricularia oryzae* y *Xanthomonas oryzae pv. Oryzae*.32En este estudio, la actividad de la peroxidasa aumentó en el arroz colonizado y/o inoculado con *Magnaporthe oryzae* NP19; sin embargo, *Magnaporthe oryzae* no afectó la actividad de la peroxidasa. La superóxido dismutasa (SOD), como H₂O₂ sintasa, cataliza la reducción de O₂⁻ a H₂O₂. La SOD juega un papel crucial en la resistencia de las plantas a varios tipos de estrés al equilibrar la concentración de H₂O₂ dentro de la planta, lo que aumenta la tolerancia de la planta a varios tipos de estrés³⁴. En este estudio, en el experimento en macetas, 30 días después de la inoculación con *Magnaporthe oryzae* (30 DAT), las actividades de SOD en los grupos RF y RBF fueron 121,9% y 104,5% más altas que las del grupo R, respectivamente, lo que indica una respuesta de SOD a la infección por *Magnaporthe oryzae*. En los experimentos tanto en macetas como en campo, las actividades de SOD en el arroz inoculado con *Magnaporthe oryzae* NP19 fueron un 67,7 % y un 28,8 % superiores a las del arroz no inoculado 30 días después de la inoculación, respectivamente. Las respuestas bioquímicas de las plantas se ven afectadas por el ambiente, la fuente de estrés y el tipo de planta³⁵. Las actividades de las enzimas antioxidantes de las plantas se ven directamente afectadas por factores ambientales, que a su vez afectan dichas actividades al alterar la comunidad microbiana de la planta.
El hongo causante de la enfermedad del tizón del arroz (Kosakonia oryziphila NP19, número de acceso NCBI PP861312) utilizado en este estudio fue la cepa13aislado de las raíces del cultivar de arroz RD6 en la provincia de Nakhon Phanom, Tailandia (16° 59′ 42.9″ N 104° 22′ 17.9″ E). Esta cepa se cultivó en caldo nutritivo (NB) a 30 °C y 150 rpm durante 18 h. Para calcular la concentración bacteriana, se midió la absorbancia de la suspensión bacteriana a 600 nm. La concentración de la suspensión bacteriana se ajustó a10⁶UFC/mL con agua desionizada estéril (dH₂OEl hongo causante de la piriculariosis del arroz (Pyricularia oryzae) se inoculó puntualmente en agar dextrosa de patata (PDA) y se incubó a 25 °C durante 7 días. El micelio fúngico se transfirió a un medio de agar de salvado de arroz (2 % (p/v) de salvado de arroz, 0,5 % (p/v) de sacarosa y 2 % (p/v) de agar disuelto en agua desionizada, pH 7) y se incubó a 25 °C durante 7 días. Se colocó una hoja esterilizada de un cultivar de arroz susceptible (KDML105) sobre el micelio para inducir conidios y se incubó a 25 °C durante 5 días bajo luz UV y luz blanca combinadas. Los conidios se recolectaron limpiando suavemente el micelio y la superficie de la hoja infectada con 10 ml de solución esterilizada de Tween 20 al 0,025 % (v/v). La solución fúngica se filtró a través de ocho capas de gasa para eliminar el micelio, el agar y las hojas de arroz. La concentración de conidios en la suspensión se ajustó a 5 × 10⁵ conidios/ml para su posterior análisis.
Se prepararon cultivos frescos de células de Kosakonia oryziphila NP19 cultivándolas en medio NB a 37 °C durante 24 h. Después de la centrifugación (3047 × g, 10 min), se recogió el sedimento celular, se lavó dos veces con solución salina tamponada con fosfato (PBS, pH 7,2) de 10 mM y se resuspendió en el mismo tampón. La densidad óptica de la suspensión celular se midió a 600 nm, obteniendo un valor de aproximadamente 1,0 (equivalente a 1,0 × 10⁷ UFC/μl determinado por siembra en placas de agar nutritivo). Las conidias de P. oryzae se obtuvieron suspendiéndolas en solución de PBS y contándolas con un hemocitómetro. Suspensiones de *K. oryziphila* NP19 y *P. Para los experimentos de frotis de hojas, se prepararon conidios de K. oryziphila* en hojas frescas de arroz a concentraciones de 1,0 × 10⁷ UFC/μL y 5,0 × 10² conidios/μL, respectivamente. El método de preparación de la muestra de arroz fue el siguiente: se cortaron hojas de 5 cm de longitud de plántulas de arroz y se colocaron en placas de Petri forradas con papel absorbente humedecido. Se establecieron cinco grupos de tratamiento: (i) R: hojas de arroz sin inoculación bacteriana como control, suplementadas con solución de Tween 20 al 0,025% (v/v); (ii) RB + F: arroz inoculado con K. oryziphila NP19, suplementado con 2 μL de suspensión de conidios del hongo causante de la piriculariosis del arroz; (iii) R + BF: Arroz del grupo R suplementado con 4 μl de una mezcla de suspensión de conidios del hongo de la piriculariosis y K. oryziphila NP19 (relación de volumen 1:1); (iv) R + F: Arroz del grupo R suplementado con 2 μl de suspensión de conidios del hongo de la piriculariosis; (v) RF + B: Arroz del grupo R suplementado con 2 μl de suspensión de conidios del hongo de la piriculariosis se incubaron durante 30 h, y luego se añadieron 2 μl de K. oryziphila NP19 en el mismo lugar. Todas las placas de Petri se incubaron a 25 °C en la oscuridad durante 30 h y luego se colocaron bajo luz continua. Cada grupo se formó por triplicado. Después de 72 h de cultivo, los tejidos vegetales se observaron y analizaron mediante microscopía electrónica de barrido (MEB). En resumen, los tejidos vegetales se fijaron en una solución tampón de fosfato que contenía glutaraldehído al 2,5 % (v/v) y se deshidrataron mediante una serie de soluciones de etanol. Tras el secado por punto crítico con dióxido de carbono, las muestras se recubrieron con oro mediante pulverización catódica y, finalmente, se examinaron con un microscopio electrónico de barrido.15
Fecha de publicación: 15 de diciembre de 2025
