El desarrollo de métodos confiables y estandarizados para probar la susceptibilidad de enjambres de mosquitos a los insecticidas es crucial para comprender la efectividad de nuevos ingredientes activos o formulaciones. Los métodos para probar la susceptibilidad de enjambres de mosquitos a insecticidas o productos de contacto (como los promocionados en programas de salud pública) están bien establecidos y estandarizados. Sin embargo, los métodos de prueba para insecticidas volátiles o en aerosol utilizados en productos domésticos son difíciles de implementar de manera efectiva. Con base en las recomendaciones de la Organización Mundial de la Salud para insecticidas domésticos, desarrollamos un método estandarizado y de alto rendimiento para probar productos en aerosol utilizando mosquitos enjaulados y un método de desinfección efectivo realizado en una cámara de prueba Peet-Grady (cámara de prueba PG). Validamos la efectividad de este nuevo método utilizando poblaciones de mosquitos Aedes y Anopheles resistentes y susceptibles a los insecticidas. Una característica novedosa de este método es la inclusión de una cámara dirigida a las jaulas de los mosquitos, lo que permite una evaluación cuantitativa en tiempo real de las tasas de muerte de mosquitos después de la exposición al insecticida. La desinfección con hisopo elimina eficazmente los residuos de aceite en aerosol con piretroides de la superficie de la cámara de prueba, con tasas de mortalidad inferiores al 2 % para los mosquitos susceptibles analizados directamente sobre la superficie de la cámara. No se observó heterogeneidad espacial en las tasas de mortalidad ni de muerte entre los mosquitos enjaulados en la cámara de PG. Nuestro método de doble jaula ofrece un rendimiento ocho veces mayor que el método de vuelo libre, lo que permite analizar simultáneamente diferentes cepas de mosquitos y discriminar eficazmente entre poblaciones de mosquitos susceptibles y resistentes analizadas en paralelo.
Hasta la fecha, los insecticidas en aerosol se han utilizado principalmente en el hogar para la protección personal, con un uso limitado en programas de salud pública. Sin embargo, estudios recientes han demostrado un uso generalizado de insecticidas domésticos en zonas con prevalencia de enfermedades transmitidas por vectores. Ya sea para repeler mosquitos o para prevenir enfermedades, existe una necesidad apremiante de métodos estandarizados y fáciles de usar para evaluar la susceptibilidad de las poblaciones endémicas de mosquitos a los insecticidas domésticos. Esto es crucial para predecir la eficacia de los insecticidas contra vectores locales y comprender cómo el uso de insecticidas domésticos influye en la selección evolutiva de la resistencia a los insecticidas.
El método complementario 1 proporciona instrucciones detalladas paso a paso para llevar a cabo nuestro programa de pruebas de insecticidas en aerosol.
Aunque las directrices de la OMS recomiendan el uso de nebulizadores automáticos, no proporcionan especificaciones técnicas específicas. Su uso es crucial, ya que la nebulización manual en una cámara de propilenglicol no solo requiere mucha mano de obra, sino que también puede causar inconsistencias espaciales y variaciones en la duración de la nebulización.
La cámara de reacción debe esterilizarse después de cada prueba, pero el método de limpieza interna recomendado en las directrices de la OMS implica aplicar agua con una manguera. En nuestro trabajo diario, este método es el que requiere más trabajo en la operación de equipos bioanalíticos, por lo que desarrollamos y probamos un procedimiento de esterilización con hisopos.
Las partes desmontables del ventilador se tratan como se describe anteriormente, y las aspas y el marco del ventilador se limpian con una esponja empapada en una solución al 5% de Decon 90.
Basándose en la relación entre la duración de la pulverización y la velocidad de aplicación del producto, nuestro dispensador de aerosoles también demostró una buena precisión en el control de la dosis del aerosol, al menos en el rango de prueba de 1 a 4 veces. Como se muestra en la Fig. 3b, esta característica es especialmente importante para caracterizar la relación dosis-respuesta de nuevas formulaciones de aerosoles o para determinar la dosis de identificación para detectar la resistencia a los insecticidas.
Demostramos que nuestro protocolo revisado para evaluar insecticidas en aerosol domésticos, utilizando desinfección con hisopos, jaulas dobles, pulverizadores controlados a distancia y registro biométrico de cámaras de acción, es una alternativa más eficaz y factible a los métodos actuales.OMSRecomendaciones. El método de desinfección con hisopo, que requiere solo 20 minutos, ahorra mucho tiempo en comparación con el protocolo actual (que normalmente requiere una hora por cámara de prueba). También reduce el tiempo que los operadores dedican a colocarse el equipo de protección personal completo (p. ej., cascos respiratorios y ropa de trabajo antiestática). Además, este método genera menos líquido y ropa contaminados para el tratamiento que una limpieza completa de la cámara de prueba, lo que minimiza el riesgo de contaminación de la sala que la alberga. El método de desinfección con hisopo también es adecuado para la desinfección de salas de prueba semipermanentes que requieren...mínimoColocación de muebles en una variedad de diseños de habitaciones.
Un tema clave explorado en este estudio y otros es la estandarización de las dosis de exposición de los insecticidas aplicados en el ambiente a través de diferentes protocolos de prueba. Como se muestra en la Figura 2b, a pesar de una duración de pulverización fija, el volumen de pulverización varió entre los tipos de aerosol, lo que podría reflejar diferencias en los procesos de fabricación (p. ej., presión interna, uso de propelente, estructura de la boquilla, etc.). Además, la actual falta de dispositivos de pulverización remota disponibles comercialmente con la flexibilidad requerida en la duración de la pulverización limita su uso en la evaluación de la relación dosis-respuesta para el control de mosquitos. La pulverización manual a través de trampillas de prueba o trampillas de acceso (si están disponibles) puede provocar variaciones en las dosis de exposición. De hecho, nuestros resultados resaltan la necesidad e importancia de reducir estas fuentes de variación. Para las poblaciones resistentes de Aedes aegypti, observamos una correlación entre la dosis de aerosol y la determinación final de susceptibilidad o resistencia (Figura 3b). Idealmente, las dosis de aerosol deberían estandarizarse en gramos de sustancia aerosolizada en lugar de en la duración de la aerosolización para facilitar las comparaciones entre diferentes estudios.
El RCAD ofrece un enfoque alternativo para futuras investigaciones que minimiza el impacto de las variaciones del proceso. Si bien observamos que la estandarización de los aerosoles no es viable, demostramos que la masa de aerosol administrada a través de diferentes aerosoles puede estimarse de forma reproducible calibrando la longitud de pulverización (Figuras 2b, 3a). Esta estandarización de la concentración de aerosol en cualquier cámara de prueba es crucial para mejorar la reproducibilidad de los resultados.
Según nuestra experiencia y la de otros grupos de investigación, las recomendaciones de la Guía actual sobre el uso de métodos de detección de aerosoles para el análisis de mosquitos en vuelo libre plantean importantes desafíos logísticos para los estudios de laboratorio y semicampo. Por ejemplo, los métodos de detección de mosquitos en vuelo libre tienen un rendimiento muy bajo (incluida la laboriosa recaptura de los mosquitos supervivientes) y presentan diversas limitaciones técnicas, como la dificultad para determinar las tasas de mortalidad en tiempo real.
Aunque nuestro experimento validado de doble jaula aborda el problema de las limitaciones de flujo y es un método viable para evaluar la susceptibilidad de los mosquitos a los insecticidas en aerosol, cabe destacar que las tasas de mortalidad de los mosquitos de las Islas Caimán fueron significativamente menores en el experimento de jaula que en el de vuelo libre (Fig. 5c, Tabla 1). Esta diferencia puede reflejar una reducción en la dosis de insecticida dentro de la jaula, ya que menos gotas de aerosol penetran la malla y entran en la jaula. Estudios futuros podrían utilizar telas de malla más grande y diseños de jaulas con mayores tasas de flujo de aire del ventilador (p. ej., diseños cilíndricos) para validar aún más los resultados obtenidos con los diferentes métodos experimentales.
Hora de publicación: 02-feb-2026