El desarrollo de métodos fiables y estandarizados para evaluar la susceptibilidad de los enjambres de mosquitos a los insecticidas es crucial para comprender la eficacia de nuevos ingredientes activos o formulaciones. Los métodos para evaluar la susceptibilidad de los enjambres de mosquitos a los insecticidas o productos de contacto (como los promovidos en programas de salud pública) están bien establecidos y estandarizados. Sin embargo, los métodos de prueba para insecticidas volátiles o en aerosol utilizados en productos domésticos son difíciles de implementar eficazmente. Con base en las recomendaciones de la Organización Mundial de la Salud para insecticidas domésticos, desarrollamos un método estandarizado y de alto rendimiento para evaluar productos en aerosol utilizando mosquitos enjaulados y un método de desinfección eficaz realizado en una cámara de prueba Peet-Grady (cámara de prueba PG). Validamos la eficacia de este nuevo método utilizando poblaciones de mosquitos Aedes y Anopheles resistentes y susceptibles a los insecticidas. Una característica novedosa de este método es la inclusión de una cámara dirigida a las jaulas de mosquitos, lo que permite una evaluación cuantitativa en tiempo real de las tasas de mortalidad de los mosquitos después de la exposición al insecticida. La desinfección con hisopos elimina eficazmente el aceite residual del aerosol con piretroides de la superficie de la cámara de prueba, con tasas de mortalidad inferiores al 2 % para los mosquitos susceptibles analizados directamente sobre la superficie de la cámara. No se observó heterogeneidad espacial en las tasas de mortalidad o eliminación entre los mosquitos enjaulados en la cámara PG. Nuestro método de doble jaula ofrece un rendimiento ocho veces superior al del método de vuelo libre, lo que permite analizar simultáneamente diferentes cepas de mosquitos y discriminar eficazmente entre poblaciones de mosquitos susceptibles y resistentes analizadas en paralelo.
Hasta la fecha, los insecticidas en aerosol se han utilizado principalmente en el hogar para la protección personal, con un uso limitado en programas de salud pública. Sin embargo, estudios recientes han demostrado un uso generalizado de insecticidas domésticos en áreas donde prevalecen las enfermedades transmitidas por vectores. Ya sea por motivos de repelencia a los mosquitos o de prevención de enfermedades, existe una necesidad urgente de métodos estandarizados y fáciles de usar para evaluar la susceptibilidad de las poblaciones endémicas de mosquitos a los insecticidas domésticos. Esto es crucial para predecir la eficacia de los insecticidas contra los vectores locales y comprender cómo el uso de insecticidas domésticos influye en la selección evolutiva de la resistencia a los insecticidas.
El Método Suplementario 1 proporciona instrucciones detalladas paso a paso para llevar a cabo nuestro programa de pruebas de insecticidas en aerosol.
Si bien las directrices de la OMS recomiendan el uso de nebulizadores automáticos, no proporcionan especificaciones técnicas concretas. El uso de nebulizadores automáticos es fundamental, ya que la nebulización manual en una cámara de propilenglicol no solo requiere mucho trabajo, sino que también puede provocar inconsistencias espaciales y variaciones en la duración de la nebulización.
La cámara de reacción debe esterilizarse después de cada prueba, pero el método de limpieza interna recomendado en las directrices de la OMS implica la aplicación de agua con una manguera. En nuestro trabajo diario, este método es el paso que requiere más mano de obra en el funcionamiento de los equipos bioanalíticos, por lo que desarrollamos y probamos un procedimiento de esterilización mediante hisopos.
Las partes desmontables del ventilador se tratan como se describe anteriormente, y las aspas y el marco del ventilador se limpian con una esponja empapada en una solución al 5% de Decon 90.
Basándonos en la relación entre la duración de la pulverización y la tasa de suministro del producto, nuestro dispensador de aerosoles también demostró una buena precisión en el control de la dosificación, al menos en el rango probado de 1 a 4 veces. Como se muestra en la figura 3b, esta característica es particularmente importante para caracterizar la relación dosis-respuesta de nuevas formulaciones de aerosoles o para determinar la dosis de identificación para detectar la resistencia a los insecticidas.
Demostramos que nuestro protocolo revisado para evaluar insecticidas en aerosol domésticos, utilizando desinfección con hisopos, jaulas dobles, pulverizadores controlados remotamente y registro biométrico con cámaras de acción, es una alternativa más eficaz y viable a los métodos actuales.OMSRecomendaciones. El método de desinfección con hisopo, que requiere solo 20 minutos, ahorra significativamente tiempo en comparación con el protocolo existente (que normalmente requiere una hora por cámara de prueba). También reduce el tiempo que los operadores dedican a ponerse el equipo de protección personal completo (por ejemplo, cascos respiratorios y ropa de trabajo antiestática). Además, este método genera menos líquido y ropa contaminados para el tratamiento que una limpieza completa de la cámara de prueba, minimizando así el potencial de contaminación de la sala que alberga la cámara de prueba. El método de desinfección con hisopo también es adecuado para la desinfección de salas de prueba semipermanentes que requierenmínimoDistribución del mobiliario en diferentes tipos de espacios.
Un aspecto clave explorado en este estudio y en otros es la estandarización de las dosis de exposición de insecticidas aplicados en el ambiente mediante diferentes protocolos de prueba. Como se muestra en la Figura 2b, a pesar de una duración de pulverización fija, el volumen de pulverización varió según el tipo de lata de aerosol, lo que podría reflejar diferencias en los procesos de fabricación (por ejemplo, presión interna, uso de propelente, estructura de la boquilla, etc.). Además, la actual falta de dispositivos de pulverización remota disponibles comercialmente con la flexibilidad necesaria en la duración de la pulverización limita su uso para evaluar la relación dosis-respuesta en el control de mosquitos. La pulverización manual a través de compuertas de prueba o de acceso (si están disponibles) puede generar variaciones en las dosis de exposición. De hecho, nuestros resultados resaltan la necesidad e importancia de reducir estas fuentes de variación. Para poblaciones resistentes de Aedes aegypti, observamos una correlación entre la dosis de aerosol y la determinación final de la susceptibilidad o resistencia (Figura 3b). Idealmente, las dosis de aerosol deberían estandarizarse en gramos de sustancia aerosolizada en lugar de en la duración de la aerosolización para facilitar las comparaciones entre diferentes estudios.
RCAD ofrece un enfoque alternativo para futuras investigaciones que minimiza el impacto de las variaciones del proceso. Si bien constatamos que la estandarización de los aerosoles no es factible, demostramos que la masa de aerosol liberada a través de diferentes envases puede estimarse de forma reproducible calibrando la longitud de la pulverización (Figuras 2b, 3a). Dicha estandarización de la concentración de aerosol en cualquier cámara de ensayo es crucial para mejorar la reproducibilidad de los resultados.
Según nuestra experiencia y la de otros grupos de investigación, las recomendaciones de la Guía actual sobre el uso de métodos de detección de aerosoles para analizar mosquitos en vuelo libre plantean importantes desafíos logísticos para los estudios de laboratorio y de campo. Por ejemplo, los métodos de detección de mosquitos en vuelo libre tienen un rendimiento muy bajo (incluida la recaptura laboriosa de los mosquitos supervivientes) y presentan varias limitaciones técnicas, como dificultades para determinar las tasas de mortalidad en tiempo real.
Si bien nuestro experimento validado de doble jaula aborda el problema de las limitaciones de flujo y es un método viable para evaluar la susceptibilidad de los mosquitos a los insecticidas en aerosol, cabe señalar que las tasas de mortalidad de los mosquitos de las Islas Caimán fueron significativamente menores en el experimento de jaula que en el experimento de vuelo libre (Fig. 5c, Tabla 1). Esta diferencia podría reflejar una reducción en la dosis de insecticida dentro de la jaula, ya que menos gotas de aerosol penetran la malla y entran en ella. Futuros estudios podrían utilizar telas de malla más grande y diseños de jaula con mayores caudales de aire del ventilador (por ejemplo, diseños cilíndricos) para validar aún más los resultados obtenidos con los diferentes métodos experimentales.
Fecha de publicación: 2 de febrero de 2026
